Agricultural and environmental biotechnology

Fornire agli studenti le conoscenze relative a: concetto di diversità e diffusione microbica (concetto di habitat), principali fattori che condizionano la sopravvivenza microbica; principali gruppi microbici presenti nell'ambiente in relazione alla loro capacità metabolica, principali metabolismi microbici, principali applicazioni dei microrganismi in ambito ambientale: insilati, compostaggio, produzione di biogas, depurazione delle acque e risanamento ambientale. Fornire agli studenti le capacità per: eseguire e valutare campionamenti ambientali, eseguire isolamenti microbici selettivi, eseguire conte vitali da campioni ambientali, analizzare e discutere criticamente i risultati ottenuti in laboratorio

Capacità di: - operare con approcci biotecnologici innovativi nel settore delle biotecnologie microbiche applicate all'industria alimentare, nutraceutica, farmaceutica e degli additivi alimentari; - approfondire gli aspetti legati all’utilizzazione di microrganismi selezionati per processi innovativi di tipo biotecnologico. - applicare le conoscenze acquisite in processi di fermentazione condotti a differenti scale (scala di laboratorio, scala pilota, scala industriale) e con differenti modalità (processo batch, fed-batch e continuo); - applicare le conoscenze acquisite per lo sviluppo di nuovi processi di fermentazione e/o miglioramento di processi esistenti.

Biodiversità microbica. Diversità metabolica dei microrganismi. Cicli geobiochimici. Esempi di applicazione dei microrganismi in ambito ambientale (insilati, compost, biogas, trattamento acque reflue, biorisanamento, idrogeno)

• Inquadramento delle biotecnologie microbiche e dei processi di biocatalisi microbica. - Utilizzazione di bioreattori e sistemi di controllo dei parametri operativi. Sistemi chiusi, semiaperti ed aperti. Tecniche di immobilizzazione cellulare. - Chemostato e turbidostato. Terreni di coltura industriali, cinetica di utilizzazione del substrato, valutazione della biomassa. - Esempi di utilizzazione industriale di microrganismi selezionati per processi di produzione di biomasse o di composti per l'industria. - Tecniche di screening di microrganismi per la produzione di molecole di interesse industriale. - Techiche di downstream processing e determinazione dell'attività biologica di molecole di origine microbica.

Al fine di comprendere e saper interpretare criticamente gli argomenti trattati è richiesta una buona preparazione in microbiologia generale (tecniche base di microbiologia) e biochimica (principali metabolismi)

Conoscenze di base di microbiologia e biochimica

Modalità di insegnamento: lezioni frontali, esercitazioni in laboratorio, seminari svolti dagli studenti, visita di istruzione presso un'azienda della zona. Supporti per l'insegnamento e l'apprendimento: video proiezioni delle lezioni, materiale didattico distribuito dal docente, testi consigliati per lo studio, dispense consegnate dal docente Modalità di apprendimento (oltre alla frequenza delle attività didattiche): lettura e studio personale su testi di riferimento, lettura e studio personale su materiale consegnato dal docente, pratica di laboratorio, realizzazione e presentazione di relazioni individuali o eseguite in piccoli gruppi di lavori su temi e progetti specifici.

Lezioni frontali in aula su tutti gli argomenti del corso

• Fattori che influenzano la diversità microbica. - Diversità metabolica dei microrganismi: fototrofia, chemiotrofia, autotrofia e eterotrofia. - Ruolo dei microrganismi nei cicli biogeochimici degli elementi: ciclo del carbonio, dell'azoto, dello zolfo. - Biofilm microbici. - Insilati: microrganismi coinvolti e ruolo, processo - Compostaggio: processo di compostaggio, microflora durante il processo, valutazione dello stato di maturazione. - Produzione di energia sotto forma di metano: metanogenesi, ecologia dei microrganismi metanogeni, biochimica del processo, applicazioni. - Produzione di energia sotto forma di idrogeno: produzione di idrogeno per via fermentativa, produzione negli impianti, produzione di idrogeno da microrganismi fotosintetici. - Depurazione biologica delle acque: struttura di un impianto di depurazione, ecologia microbica dei fanghi attivi, biochimica dei processi microbiologici. - Biorisanamento dei suoli contaminati: ruolo dei microrganismi nei processi di degradazione degli inquinanti nel suolo, influenza dei fattori ambientali, biorisanamento in situ, tecnologie di biorisanamento
• Inquadramento delle biotecnologie microbiche (tradizionali ed innovative) e dei processi di biocatalisi microbica. Selezione e conservazione di microrganismi di interesse biotecnologico (batteri, lieviti, funghi filamentosi), collezioni di colture (BRCs). Concetti di screening, miglioramento genetico, ottimizzazione, modellizzazione e di scale-up. - Utilizzazione di bioreattori (ad agitazione meccanica, pneumatica ed idraulica) e sistemi di controllo dei parametri operativi. Sistemi chiusi, semiaperti ed aperti. Tecniche di immobilizzazione cellulare. Sistemi di controllo dell'equilibrio nei sistemi aperti (chemostato e turbidostato). Terreni di coltura industriali, cinetica di utilizzazione del substrato, valutazione della biomassa. - Esempi di utilizzazione industriale di microrganismi selezionati per processi di produzione di biomasse o di composti per l'industria (es. industria alimentare e farmaceutica: etanolo, enzimi, vitamine, acidi organici, glicerolo, polisaccaridi, VOCs). - Tecniche di screening di microrganismi per la produzione di molecole di interesse industriale (es. enzimi, vitamine, antibiotici, acidi organici). - Techiche di downstream processing e determinazione dell'attività biologica di molecole di origine microbica

L’esame prevede una prova orale della durata di circa 20 minuti finalizzata ad accertare il livello di conoscenza e capacità di comprensione degli argomenti trattati nel corso e l’abilità di saperli correlare tra loro. La prova orale consentirà inoltre di verificare la capacità di comunicazione dello studente e le proprietà di linguaggio tecnico in relazione agli argomenti trattati. Sarà valutata anche la realizzazione di relazioni individuali o eseguite in piccoli gruppi di lavoro su temi e progetti specifici indicati dal docente, consegnate durate il semestre di lezione e la loro esposizione mediante presentazione alla classe. Questo tipo di prova consentirà di valutare la capacità di sintesi dello studente e la propensione a lavorare in gruppo

esame orale finale

• Environmental Microbiology (Third Edition)Edited by:Ian L. Pepper, Charles P. Gerba and Terry J. Gentry - Elsevier Inc - Brock Biology of Microorganisms - Michael T. Madigan, Kelly S. Bende, Daniel H. Buckley, W. Matthew Sattley, David A. Stahl - Pearson 2017

M. MANZONI. Microbiologia Industriale, Casa Editrice Ambrosiana, Milano, 2006. B. BIAVATI, C. SORLINI. Microbiologia Generale e Agraria. Casa Editrice Ambrosiana, 2007 (per consultazione). A. N. GLAZER, H. NIKAIDO. Microbial Biotecnology, Cambridge Univesrity Press, 2007 (per consultazione). A. L. DEMAIN, J. E. DAVIS. Manual of Industrial Microbiology and Biotechnology. ASM Press, 1999 (per consultazione). Dispense e materiale fornito dal docente.

Il corso fornisce allo studente una dettagliata conoscenza delle tecniche basate sui marcatori molecolari al fine di utilizzarle nell'ambito del miglioramento genetico assistito

Fornire agli studenti gli approfondimenti necessari per comprendere i fenomeni selettivi e le forze evolutive che operano nelle popolazioni naturali e migliorate, nonché le conoscenze necessarie a poter gestire programmi di miglioramento genetico convenzionale e avanzato.

Enzimi restrizione e enzimi per la manipolazione del DNA. Dettagli su realizzazione di PCR, elettroforesi e Southern. Marcatori morfologici, biochimici e molecolari. Mappaggio per associazione e linkage. Realizzazione pratica e teorica di librerie genomiche (cDNA teorica). Dettagli su sequenziamento di librerie genomiche (valutazioni dei parametri di qualità). Miglioramento genetico assistito da marcatori molecolari e da sistemi Next Generation Sequencing.

Equilibrio Hardy Weinberg e fattori evolutivi; inbreeding e equilibrio di Sewall Wright; Statistiche F; valore adattativo; Media e varianza di una popolazione per variazioni nelle frequenze alleliche; componenti della varianza; ereditabilità; risposta alla selezione.

Nessuno

Al fine di un efficace apprendimento dei contenuti di entrambi i moduli dell'insegnamento sono molto importanti, oltre alle conoscenze di genetica, le conoscenze basilari di statistica accompagnate da applicazioni dei più comuni software esistenti.

Lezioni frontali ed esercitazioni in aula e laboratorio

Il Modulo Genetica quantitativa è organizzato in: 1. lezioni in aula su tutti gli argomenti del corso, come elencati nel programma; 2. esercitazioni con applicazioni di modelli di genetica di popolazione e di genetica quantitativa, anche con impiego di software dedicati. Il corso comprende anche una esercitazione congiunta tra i due moduli dell'insegnamento, durante il quale i dati sperimentali ottenuti da ciascuno studente nel ciclo di esercitazioni svolte nel laboratorio di biotecnologie del Dipartimento (dettagliate nel Modulo Analisi Genomica) vengono analizzati e interpretati alla luce delle conoscenze acquisite nelle lezioni frontali; 3. svolgimento di seminari da parte degli studenti su argomenti concordati con i docenti.

Enzimi di restrizione. Enzimi per la manipolazione del DNA. Dettagli sulla realizzazione di una efficiente reazione a catena della polimerasi (PCR). Elettroforesi e ibridazione Southern. Sequenziamento Sanger e nuove tecnologie di sequenziamento (NGS). Costruzione di librerie genomiche (NGS) e trascrittomiche. Composizione strutturale di genomi procariotici e eucariotici. Marcatori morfologici, biochimici e molecolari. Marcatori molecolari basati sull'ibridazione (RFLP). Marcatori molecolari basati sulla PCR (RAPD, AFLP, STS, SCAR, CAPS, SSR, SNP). Marcatori basati su tecniche Next Generation Sequencing: RAD-Seq, ddRAD-Seq e GBS. Preparazione pratica di librerie (ddRAD-Seq), sequenziamento di librerie NGS e analisi per l’identificazione, la validazione e il genotyping mediante marcatori SNPs. Teoria e pratica su analisi fingerprinting, di genetica di popolazione e mappaggio per associazione (GWAS) e linkage. Miglioramento genetico assistito da marcatori molecolari. Applicazioni ed impatto delle nuove tecnologie di sequenziamento sul miglioramento genetico delle piante di interesse agrario.

LEZIONI FRONTALI: Parte 1: Genetica di popolazione Richiami dei principi di genetica di popolazione: concetti di metapopolazione e subpopolazioni; stima della variazione genetica esistente in una popolazione; calcolo delle frequenze alleliche e genotipiche; organizzazione della variazione genetica; dimostrazione dell'equilibrio Hardy-Weinberg (EHW) attraverso unioni tra individui e unioni tra gameti. Le condizioni per il modello di equilibrio HW. Verifica dell'equilibrio mediante test del Chi Quadrato. Stima delle frequenze alleliche dalle frequenze degli omozigoti recessivi in popolazioni in EHW. EHW per alleli multipli: metodo della radice quadrata e algoritmo EM per alleli multipli con azioni geniche codominanti e dominanti; EHW per alleli ubicati sui cromosomi sessuali. EHW in organismi autotetraploidi: possibili genotipi con una coppia allelica. Tipi di gameti prodotti da un quadruplex, triplex, duplex, simplex e nulliplex, fenotipi e genotipi attesi da segregazione cromosomica in incroci e da autofecondazione. Segregazione casuale dei cromosomi e dei cromatidi, tipi e proporzioni di gameti in presenza di double reduction. Eterosi progressiva. Alleli multipli nei poliploidi. Raggiungimento dell’equilibrio HW negli autotetraploidi. Equilibrio HW nel caso di due geni: cause del linkage disequilibrium. EHW e unioni non casuali: unioni tra individui fenotipicamente simili (assortative e disassortative mating), unioni tra individui geneticamente simili (inbreeding). Inbreeding in specie con autogamia totale e in specie prevalentemente allogame; dimostazione dell'equilibrio di Sewall Wright. Variazioni del coefficiente di inbreeding con diversi sistemi di unione. Effetto delle mutazioni sulle frequenze alleliche. Tasso di mutazione, di retromutazione e raggiungimento dell'equilibrio. Migrazione unidirezionale e modello continente-isola. Modello a isole. Effetto della migrazione sulle frequenze alleliche. Effetto Wahlund. Deriva genetica e suoi effettii sulle subpopolazioni e sulla metapopolazione. Statistiche F di Sewall Wright. Dimensione effettiva di una popolazione. Effetto bottleneck ed effetto del fondatore. Flusso genico tra popolazioni frammentate. Parte 2: Genetica quantitativa Caratteristiche genetiche di una popolazione. Valore genotipico e numero di loci coinvolti. Effetto del genotipo ed effetto dell’ambiente. Tipi di azioni geniche e modello generale a un locus. Calcolo della media dei valori genotipici di una popolazione in EHW. Effetto della dominanza sulla media di una popolazione. Scomposizione della varianza fenotipica. Calcolo della varianza dei valori genotipici di una popolazione in EHW ed effetto delle frequenze alleliche. Effetto della dominanza sulla varianza di una popolazione. Valore riproduttivo. Scomposizione della varianza genetica. Stima di VA e h2. Regressione progenie-genitori. Somiglianza tra parenti. Disegni sperimentali: analisi di famiglie full-sib e half-sib. Scomposizione della varianza genetica nelle specie prevalentemente autogame. Risposta alla selezione di popolazioni naturali e in corso di miglioramento. Interazione G×E. Plasticità fenotipica. Breeding per adattamento e per stabilità produttiva (interazioni G×L, G×Y, G×L×Y). Prove per la determinazione della differenziazione genetica (ecotipizzazione) e/o della plasticità fenotipica presente in popolazioni naturali di specie vegetali. Correlazione tra caratteri: correlazione fenotipica e genetica. Selezione artificiale: direzionale, stabilizzante e divergente. Stima dell'ereditabilità realizzata media da esperimenti di selezione divergente. Risposte asimmetriche alla selezione. Risposta correlata alla selezione. Caratteri quantitativi sotto selezione naturale. Funzioni di fitness teoriche e funzioni reali. Agenti selettivi e bersagli della selezione. Selezione diretta e indiretta. Selezione con caratteri correlati. Manipolazione sperimentale dei bersagli e degli agenti della selezione. ESERCITAZIONI: Esercizi in classe su EHW e fattori che lo modificano, inbreeding e coefficiente F. Analisi Cluster dei dati sperimentali: Matrice grezza dei dati, coefficiente di similarità di Dice, di distanze euclidee, coefficiente di correlazione; scelta dell'algoritmo di raggruppamento. Clustering gerarchico (single linkage, complete linkage, UPGMA, metodo di Ward), Clustering non gerarchico (k-mean clustering). Esercitazione su: lettura dei gel, costruzione di matrici di dati in excel, analisi cluster di dati di laboratorio, costruzione di dendrogrammi e interpretazione dei risultati. Esercizi in classe con esempi numerici: analisi statistica e interpretazioni genetiche dei dati analizzati: ANOVA a una e due vie, correlazione e regressione tra caratteri. Analisi della covarianza. Analisi statistica di esperimenti condotti in più località e/o per più anni. Calcolo dell'ereditabilità in senso stretto e in senso largo in popolazioni prevalentemente allogame (famiglie full sib e half sib, regressione prole-genitori) e autogame. Risposta alla selezione. Risposte correlate alla selezione. SEMINARI: Seminari svolti da piccoli gruppi di studenti su argomenti concordati con il docente come approfondimenti del programma.

Esame orale¿¿ Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Per gli studenti che non frequentano le lezioni la valutazione complessiva, nelle date di appello previste nel calendario, è basata su una prova scritta della durata di 2 ore per accertare le capacità di risolvere problemi applicativi, seguita da una prova orale, della durata di circa mezz'ora, per accertare le capacità comunicative e verificare l'apprendimento di aspetti teorici che servono a risolvere problemi applicativi. Per chi invece frequenta le lezioni con regolarità per ciascun modulo vengono programmate in itinere: (a) verifiche scritte nelle quali viene saggiato l'apprendimento su argomenti trattati a lezione nelle settimane precedenti; (b) a conclusione del corso viene programmata per ciascuno studente l'esposizione in forma seminariale di un lavoro scientifico che comprenda argomenti trattati nei due moduli, concordato precedentemente con i docenti, durante il quale vengono saggiate capacità espositive e capacità di argomentare le risposte a domande poste nella discussione. Per il modulo Genetica Quantitativa la prova scritta o le verifiche scritte in itinere sono basate sulla soluzione di problemi di genetica di popolazione e di genetica quantitativa. La prova orale serve a complemento della parte scritta per accertare che accanto alle capacità di risoluzione dei problemi lo studente sia in grado di esprimersi oralmente approfondendo aspetti teorici. La prova orale finale va a completamento o integrazione delle parti scritte con l’obiettivo di collegare tutti gli aspetti pratici e teorici sviluppati nel corso. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

• Weising, Nybom, Wolff, Kahl. DNA Fingerprinting in Plants Principles, Methods, and Applications. CRC Press - Haddock & Dunn, Practical computing for biologists. Sinauer Accociated Publishers - Lorenzetti et al, Miglioramento genetico delle piante agrarie. Edagricole editore - Barcaccia & Falcinelli - Genetica e genomica Vol. III. Liguori editore – Materiale distribuito dal docente

1. Conner JK, Hartl DL 2004. A Primer of Ecological Genetics. Sinauer Ass., Inc. USA 2. Hartl DL, Clark AG, 2008. Principles of Population Genetics, 4th Edition. Sinauer Associates. 3. Falconer DS, MacKay TFC. 1996 - Introduction to Quantitative Genetics. 4th Edition. Longman. 4. Materiale didattico fornito dal docente.

Fornire le informazioni e i concetti essenziali per comprendere i meccanismi alla base della diversità degli organismi viventi e le conseguenze delle modificazioni a livello cromosomico e genomico. Far comprendere l’importanza dei processi evolutivi in particolare quelli che hanno caratterizzato e plasmato le specie coltivate. Trasmettere i concetti di specie nei vegetali e come queste possono originarsi. Comprendere il processo cha ha portato all’ottenimento delle forme coltivate (domesticazione), conseguenze sulla diversità genetica delle piante coltivate, e l’evoluzione delle piante coltivate così come i concetti relativi alla valutazione uso sostenibile e conservazione delle risorse genetiche agrarie. Sapere applicare il concetto di pool genico e utilizzare razionalmente le risorse genetiche in programmi di miglioramento genetico e nella ricerca.

Il processo di evoluzione biologica, biodiversità e adattamento, origine della diversità genetica nelle piante e ruolo delle mutazioni nell’evoluzione dei viventi. La polyploidia e sua importanza nell’evoluzine delle specie vegetali e in quelle coltivate dell’uomo. Le interazioni intergeniche nell'evoluzione delle specie. Assortimento della variabilità genetica e legge di Hardy–Weinberg, con le sue implicazioni per l’evoluzione delle specie vegetali; selezione ed evoluzione. Barriere riproduttive. Differenti modelli di evoluzione delle specie (allopatrica, peripatrica, parapatrica e simpatrica) con esempi nel mondo vegetale e animale. I diversi concetti di specie con particolare riferimento al mondo vegetale; i pool genici. Origine dell’agricoltura, processo di domesticazione e i caratteri della sindrome della domesticazione, geni coinvolti nel controllo dei della sindrome della domesticazione e mutazioni che ne hanno alterato l'espressione. Le risorse genetiche agrarie, uso e fondamenti di conservazione. Uso dei database per accedere in modo efficace al germoplasma conservato ex situ. Approfondimenti relativi alla domesticazione ed evoluzione di alcune specie chiave per l’alimentazione umana.

La conoscenza della Botanica (sia generale che sistematica) e, soprattutto, della Genetica delle piante agrarie è prerequisito fondamentale per poter seguire il Corso e studiare con profitto.

Lezioni frontali supportate dall’utilizzo di presentazioni PowerPoint.

La biodiversità come espressione del processo evolutivo e dell’adattamento. Le basi dell’evoluzione: mutazioni cromosomiche e genomiche. La componente ripetitiva del genoma; sequenze ripetute trascriventi e non trascriventi, loro organizzazione molecolare e localizzazione cromosomica. Le variazioni numeriche dei cromosomi. Origine ed evoluzione dei poliploidi. Il fenomeno della speciazione, speciazione allopatrica, parapatrica e simpatrica e forme intermedie. Il concetto di specie secondo le diverse scuole. Ibridizzazione ed estinzione, il ruolo dell'iridazione interspecifica nella speciazione. Origine dell'agricoltura, domesticazione delle piante. I Centri di origine delle piante coltivate, centri primari e secondari. La sindrome di domesticazione; tipologia di geni coinvolti nel controllo dei caratteri della domesticazione e mutazioni a loro carico. Esempi di geni coinvolti nel processo di domesticazione di orzo, mais, riso e sorgo. Agrobiodiversità e concetto di pool genico. Le risorse genetiche agrarie, concetti relativi alla valutazione, uso e diverse forme di conservazione. Origine, domesticazione ed evoluzione di alcune delle principali specie coltivate di cereali e leguminose da granella con speciale riferimento alle differenti specie selvatiche e coltivate del genere Triticum compresi i loro processi di ibridazione ed evoluzione per allopoliploidizzazione; è possibile che altre specie verranno anche considerate.

L'esame consiste in una prova scritta e/o orale la cui durata oscilla tra i 30 e 40 minuti nella quale si valuterà il livello di conoscenza acquisito dallo studente e la sua capacità di collegare i diversi argomenti affrontati nel corso. È altamente consigliata la frequenza delle lezioni. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA si rimanda alla pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Hancock, James. (2012). Plant evolution and the origin of crop species: Third edition. CABI, Nosworthy Way, Wallingford (UK). 10.1079/9781845938017.0000. Pubblicazioni fornite dal docente e altro materiale didattico.

L’obiettivo principale del corso è quello di fornire allo studente conoscenze riguardanti lo sviluppo e la struttura delle piante utili alla definizione ed organizzazione di sperimentazioni complesse nell’ambito delle biotecnologie vegetali. Le principali conoscenze acquisite saranno: - Conoscenze riguardanti i meccanismi di controllo dello sviluppo (embrionale, caulinare, radicale e fiorale) e del differenziamento nelle Angiosperme; - Conoscenze riguardanti i meccanismi di interazione pianta ambiente (es. induzione fiorale) Le principali abilità (ossia le capacità di applicare le conoscenze acquisite) saranno: - Capacità di valutare quali metodologie utilizzare per lo studio degli aspetti della biologia vegetale trattati durante il corso; - Capacità di utilizzare le conoscenze riguardanti i geni coinvolti nello sviluppo della pianta, fornite dal corso, per la valutazione di dati sperimentali e la risoluzione di problemi applicativi. - Capacità di valutare in modo critico la letteratura scientifica recente relativa agli argomenti trattati.

Richiami di citologia, istologia e anatomia vegetale. La parete cellulare e i meccanismi alla base dell’espansione. Embriogenesi: stadi embrionali e controllo genico. Caratteristiche cito-istologiche dell’apice caulinare e controllo genico del funzionamento del meristema apicale. Fillotassi e geni coinvolti nello sviluppo della foglia. La radice: il meristema apicale e il controllo genico dello sviluppo dell’apparato radicale. La transizione fiorale e lo sviluppo del fiore (controllo genico e modello ABC). Dall'induzione alla fioritura allo sviluppo degli organi fiorali. Pregamia e fecondazione. Formazione del seme e del frutto; tipi di frutto.

Si richiedono buone conoscenze sia di botanica generale, riguardanti la cito-istologia e l’anatomia vegetale.

Lezioni frontali, esercitazioni, simulazioni. Durante le lezioni frontali saranno fornite le nozioni teoriche previste dal programma del corso. Le conoscenze acquisite durante il corso saranno inoltre utilizzate, durante le esercitazioni e le simulazioni, per la risoluzione di problemi sperimentali. Durante le esercitazioni saranno descritte e realizzate le principali metodologie impiegate nello studio “in situ” dell’espressione genica. Le esercitazioni e le simulazioni si terranno presso il laboratorio di “Anatomia e citologia vegetale” e il “Polo Didattico di Microscopia” del Dipartimento di Scienze Agrarie Alimentari e Ambientali.

La struttura della parete cellulare e i meccanismi dell'espansione cellulare. Embriogenesi nelle piante: i meccanismi molecolari dell'embriogenesi e il controllo del destino delle differenti porzioni dell'embrione; aspetti cito-istologici e molecolari dell'accrescimento embrionale. Importanza dello studio dei mutanti per comprendere i meccanismi molecolari dell'embriogenesi. La radice: il meristema apicale e il ruolo del centro quiescente; l’informazione posizionale e il controllo genico nel differenziamento dei peli radicali; l’organizzazione (simmetria radiale) e i mutanti dello sviluppo (scarecrow, short-root, monopteros, bodenlos, ecc); gli ormoni (auxina, citochinine) nello sviluppo dell’apparato radicale. L’apice caulinare: funzioni e organizzazione in zone (tunica/corpus, zona centrale/zona periferica) a livello citologico e d’espressione genica, il controllo genico (geni WUS, CLV, STM, ecc) nel funzionamento del meristema apicale del germoglio. L’organogenesi del caule, la fillotassi e il ruolo dell’auxina e dei trasportatori PIN; lo sviluppo della foglia (simmetria dorso-ventrale e apice-base). L'induzione alla fioritura e il controllo della differenziazione degli organi fiorali; microsporogenesi, megasporogenesi e gametogenesi. Impollinazione e fasi pregamiche con i fenomeni di incompatibilità sporofitica e/o gametofitica; lo sviluppo del tubetto pollinico e la doppia fecondazione. Fase post-antesica e sviluppo del frutto dal punto di vista cito-istologico. Differenti tipi di frutto. Lezioni teorico-pratiche Metodi strumentali per monitorare la crescita di un organismo/organo (dimensioni, peso fresco e secco, numero e grandezza delle cellule). Esecuzione di protocolli di allestimento del materiale vegetale per indagini cito-istologiche con la microscopia ottica ed elettronica (prelievo, fissazione e inclusione). Tecniche cito-istochimiche, di ibridazione in situ e tecniche di immunolocalizzazione. Allestimento dei preparati cito-istologici, utilizzando microtomi ed ultramicrotomi (allestimento di sezioni semifini e fini con ultramicrotomo Reichert OmU2). La fase di allestimento dei preparati per la microscopia ottica ed elettronica si realizzerà nel laboratorio di Anatomia e Citologia del Dip. di Scienze Agrarie Alimentari e Ambientali, le indagini in microscopia ottica (in campo chiaro ed epifluorescenza) si terranno nel Polo didattico di Microscopia del Dipartimento.

L’esame prevede un colloquio di circa 30 min, finalizzato ad accertare la conoscenza dei contenuti teorici e pratici previsti dal programma. Potranno essere effettuate delle verifiche in itinere durante le lezioni.

Plant Physiology and Development. Lincoln Taiz, Eduardo Zeiger, Ian M. Møller, and Angus Murphy Sixth Edition (Oxford University Press, 2018) Dispese fornite dalla docente. Elementi di Biologia, dello sviluppo delle piante. Altamura, Biondi, Colombo Guzzo (EdiSES, Napoli 2012) Fisiologia vegetale. L Taiz, E Zeiger. Piccin Nuova Libraria S.p.A Editore (2012)

Questo corso intende introdurre gli studenti ai concetti e agli strumenti fondamentali della bioinformatica, con particolare attenzione alle applicazioni rilevanti per le Biotecnologie. L’obiettivo centrale è trasformare problemi biologici reali—spesso complessi—in sfide algoritmiche, attraverso una combinazione di comprensione teorica ed esercitazioni pratiche. Al termine del corso gli studenti saranno in grado di: • Interpretare e gestire output NGS • Selezionare e utilizzare banche dati per reperire, organizzare e tracciare informazioni biologiche. • Eseguire e valutare allineamenti di sequenza (globale/locale/multiplo) ed estrarne evidenze biologicamente significative. • Identificare motivi/sequenze consenso e ragionare sui segnali delle origini di replicazione. • Assemblare piccoli genomi (de novo / guidati da riferimento) e valutare la qualità con metriche standard. • Mappare le read e delineare i passaggi essenziali per la scoperta e l’interpretazione di varianti. • Delineare pipeline minime per RNA-Seq, DNA metabarcoding e metagenomica shotgun.

Al termine del corso gli studenti dovranno avere competenze sui seguenti aspetti: 1. Aspetti basilari per l'organizzazione degli esperimenti 2. Disegni sperimentali più importanti e quando si usano 3. Cosa è l'ANOVA e quando si usa 4. Analisi grafica dei residui. Metodo di Box e Cox per le trasformazioni stabilizzanti 5. Cosa è la regressione lineare e quando si usa 6. Cosa sono i test di confronto multiplo e quando si usano 7. Cosa è la regressione non-lineare e quando si usa Abilità (saper fare) 1. Impostare un esperimento scientifico 3. Analizzare i dati provenienti da un esperimento scientifico 4. Valutare se le assunzioni di base per i metodi parametrici sono rispettate 5. Mettere in atto le più importanti strategie correttive 6. Costruire semplici equazioni per la descrizione di fenomeni scientifici 7. Utilizzare software statistico avanzato Comportamenti (saper essere) 1. Mostrare spiccato senso critico nella produzione, interpretazione e selezione di dati scientifici 2. Mostrare un sufficiente grado di precisione scientifica nell'impostare esperimenti ed eseguire simulazioni

• Introduzione alla bioinformatica e ai principali tipi di dati biologici. • Principali banche dati e strumenti bioinformatici. • Predizione e analisi delle origini di replicazione nei genomi. • Strategie di ricerca di motivi e sequenze consenso. • Tecniche di allineamento di sequenze: globale, locale e multiplo. • Dati di sequenziamento NGS: formati (FASTQ/BAM/VCF), QC and trimming. • Assemblaggio genomico de novo e su genoma di riferimento. • DNA metabarcoding e metagenomica shotgun. • RNA-Seq e studio dell’espressione genica. • Bioinformatica delle proteine: domini, motivi e annotazione.

Il corso fornirà basi teoriche e strumenti pratici per organizzare e condurre esperimenti scientifici nel settore agrario, analizzare correttamente i dati, procedendo alla corretta interpretazione e presentazione dei risultati.

Per un apprendimento efficace dei contenuti del corso si richiedono conoscenze adeguate di biochimica e biologia molecolare.

Si richiede soltanto una minima conoscenza del computer e della sua organizzazione (concetto di file, folder, salvataggio file e minima conoscenza del sistema operativo)

Il corso adotta un approccio multimodale e centrato sullo studente, integrando lezioni e materiali video con brainstorming e discussioni guidate per favorire il coinvolgimento e la partecipazione attiva. Sarà utilizzata una metodologia pratica e laboratoriale, volta a promuovere l’apprendimento cooperativo e il learning by doing. Gli studenti applicheranno concetti e strumenti di bioinformatica a casi di studio realistici, in coerenza con l’impostazione della disciplina.

Verranno utilizzati i seguenti strumenti didattici: Video proiezioni delle lezioni, materiale didattico distribuito dal docente, dispense consegnate dal docente Oltre alla frequenza delle lezioni, lo studente si avvarrà di: lettura e studio personale su testi di riferimento lettura e studio personale su materiale consegnato dal docente lettura e studio personale su materiale on-line messo a disposizione dal docente attività personale pratica di abilità tecniche e di laboratorio

1. Introduzione • Che cos’è la bioinformatica; • DNA/RNA/proteine, ORF, codoni, strand e reverse-complement, notazione delle sequenze e formati base (FASTA/FASTQ). 2. Banche dati biologiche • INSDC (GenBank/ENA/DDBJ), RefSeq vs GenBank; UniProt/InterPro; PDB/AlphaFold. • Identificatori, citazione delle risorse; Entrez/EBI Search; accesso a dataset e metadati (SRA/BioProject). 3. Dalla biologia all’algoritmo: oriC e sequenze consenso per fattori di trascrizione • Segnali di origine di replicazione: DnaA-box e GC-skew; • Motif finding per fattori di trascrizione • Caso studio: regolazione del ritmo circadiano nelle piante (motivi “evening element”), limiti e validazione biologica. 4. Allineamento di sequenze (DNA e proteine) • Globale (Needleman–Wunsch), locale (Smith–Waterman), multiplo (MSA). • Matrici di sostituzione (PAM/BLOSUM), identità vs similarità, “twilight zone”; BLAST: logica ed E-value. • Lettura critica di score, gap e risultati. 5. Dati di sequenziamento NGS: formati e qualità • Formati: FASTQ/BAM/VCF; paired-end, coverage, Phred. • FastQC, trimming, rimozione contaminanti, gestione metadati. 6. Assemblaggio genomico: de novo e con riferimento • OLC vs grafo di de Bruijn; k-mer, cammini euleriani; contig vs scaffold; scelta di k. • Valutazione dell’assemblaggio: N50/L50, misassemblies, completezza (BUSCO), copertura; buone pratiche. 7. DNA metabarcoding e metagenomica shotgun • Marker-based • Shotgun: classificazione tassonomica (es. Kraken/Bracken), host/contaminant removal, lettura dei profili e cautele. 8. RNA-Seq (pipeline essenziale) • Quantificazione, normalizzazione, principi di analisi differenziale. • Lettura di tabelle/figure di risultato e collegamenti all’annotazione funzionale. 9. Bioinformatica delle proteine: domini e struttura 3D • Ricerca e annotazione di domini/motivi (Pfam/InterPro, PROSITE) e funzioni (GO/KEGG). • Strutture 3D: consultazione PDB e modelli AlphaFold; qualità del modello e limiti. • Collegare struttura/domìni a funzione, varianti e interazioni.

Il corso si occuperà di alcuni dei metodi fondamentali per il reperimento di informazioni scientifiche, cioè l'organizzazione di esperimenti e l'impiego di modelli matematici di simulazione. Dovrà fornire le basi teoriche e gli strumenti pratici per pianificare, organizzare e condurre esperimenti scientifici nel settore agrario, nonché di procedere alla corretta elaborazione ed interpretazione dei dati e alla presentazione dei relativi risultati tramite tesi e/o report e/o pubblicazione. LEZIONI FRONTALI (circa 1.5 ore ciascuna, più 45 min. di discussione collettiva, riepilogo e presentazione di casi-studio) 1 - Procedimento scientifico e misurazione dei fenomeni naturali; variabilità dei dati sperimentali. Popolazione, campione e campionamento. Metodi e criteri di stima. I perché dell'inferenza statistica. Unità sperimentali. Repliche e sottocampionamento. Indipendenza delle unità sperimentali. 2 - Pianificazione degli esperimenti e ANOVA. Generalità sul disegno sperimentale. Disegni a randomizzazione completa. Disegni a blocco randomizzato e a quadrato latino. Disegni fattoriali. Esempi. 3 - Disegni sperimentali complessi. split-plot, split-block e gerarchico. Esperimenti ripetuti nello spazio e nel tempo. Esempi. 4 - Analisi della varianza nei disegni a randomizzazione completa e blocco randomizzato. Inferenze statistiche nell'ANOVA. Esempi 5 - Verifica delle assunzioni di base e analisi preliminare dei dati. Ispezione grafica dei residui. Trasformazioni stabilizzanti. Esempi. 6 - Test di confronto multiplo: pregi e difetti delle metodiche più importanti. Applicazioni relative ad alcuni casi-studio tipici. 7 - Analisi della varianza nelle prove a split-plot, split-block e negli esperimenti ripetuti nello spazio e nel tempo. Esempi 8 - Analisi di regressione e di correlazione. Quando è necessaria. Esempi. La regressione polinomiale. Inferenze statistiche ed ANOVA nell'analisi di regressione. Esempi. 9 - La regressione non-lineare. Il caso del dosaggio biologico. Esempi. 10 - La regressione non lineare. Curve di dissipazione degli erbicidi. Curve di crescita delle colture. Altre funzioni di interesse biologico. Verifica dell'adattamento. Esempi. Argomenti delle esercitazioni Le esercitazioni saranno opportunamente calibrate per consentire allo studente, non solo la comprensione dei concetti esposti a lezione, ma soprattutto di eseguire praticamente ed autonomamente le analisi statistiche presentate. Allo studente verranno presentati casi-studio, tratti dalla realtà operativa della ricerca scientifica applicata al mondo agricolo. Lo studente verrà quindi guidato ed indirizzato alla risoluzione di questi casi-studio, utilizzando il software più adatto.

1. Esame scritto nelle date di appello previste nel calendario: prova della durata di 60 minuti con quesiti a risposta multipla e domande aperte, finalizzata a valutare conoscenze, comprensione e capacità di risolvere problemi applicativi. 2. Valutazione in itinere (riservata esclusivamente agli studenti frequentanti): presentazioni orali dei risultati delle attività di laboratorio assegnate dal docente, durante le quali saranno saggiate le capacità espositive e le capacità di argomentare le risposte alle domande poste durante la discussione. La valutazione considera accuratezza dei contenuti, correttezza metodologica, chiarezza espositiva e capacità di discussione. Gli studenti frequentanti_ossia coloro che partecipano ad almeno il 75% delle lezioni e presentano tutti i lavori richiesti_potranno scegliere tra la valutazione in itinere e l’esame scritto. Gli studenti non frequentanti potranno sostenere esclusivamente l’esame scritto. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Esame scritto finale con prova pratica di analisi dei dati

1. Ankenbrand, M. J., & Hachmann, L. (2018). The Biostar Handbook: A Beginner’s Guide to Bioinformatics. 2nd edition. 2. Zvelebil, M., & Baum, J. O. (2007). Understanding Bioinformatics. Taylor & Francis Inc.

Onofri, A., 2026. Field Research Methods in Agriculture: An Introduction with R. Springer Nature Switzerland, Cham. https://doi.org/10.1007/978-3-032-08199-5

Obiettivi del corso sono quelli di fornire le necessarie competenze per poter applicare le principali biotecnologie applicate al settore dell'allevamento degli animali di interesse zootecnico. Più precisamente l'insegnamento si propone di fornire agli studenti le conoscenze di base dell'anatomia e fisiologia dell'apparato riproduttore degli animali domestici. Verranno quindi fornite tutte le conoscenza necessarie per poter mettere in atto le principali biotecnologie riproduttive praticate nelle specie di interesse zootecnico anche in considerazione delle loro potenzialità nell'ambito dell'attività di miglioramento genetico animale.Saranno infine affrontati gli aspetti relativi alle più recenti e moderne applicazioni delle biotecnologie molecolari alle pratiche di selezione e miglioramento genetico di tutte le specie da reddito.Le principali abilità acquisite dallo studente al termine del corso saranno:-conduzione di analisi di laboratorio del materiale seminale dei riproduttori;-conduzione di analisi molecolari in laboratorio a partire da matrici biologiche animali;-utilizzo di strumenti biotecnologici (riproduttivi e molecolari) per la pianificazione e attuazione delle principali strategie di miglioramento genetico animale.

Conoscenze - Sistemi di riproduzione e natura genetica della variabilità nelle popolazioni di piante - Fonti di variabilità per il miglioramento genetico - Metodi e tecniche per l'ingegneria genetica delle piante - Applicazioni dell’ingegneria genetica delle piante - Genome editing nelle piante - Metodi di miglioramento genetico delle piante prevalentemente autogame - Metodi di miglioramento genetico delle piante prevalentemente allogame - Metodi di miglioramento genetico delle piante prevalentemente a propagazione vegetativa Abilità Lettura in classe di pubblicazioni scientifiche Identificazione di eventi transgenici in silico Esercizio di Problem solving a gruppi: - Scegliere i metodi di miglioramento genetico in funzione del materiale e degli obiettivi - Valutare criticamente il toolbox per l'ingegneria genetica delle piante e scegliere la migliore strategia

Importanza delle biotecnologie nel settore zootecnico, differenze con il settore vegetale. Principali biotecnologie della riproduzione degli animali e loro applicazioni. Principali biotecnologie molecolari e loro applicazione in zootecnia.

Questo corso ha l'obiettivo di fornire agli studenti una conoscenza approfondita dei metodi di miglioramento genetico, delle tecniche avanzate per l'ingegneria genetica applicati alle piante e delle principali biotecnologie applicate al settore dell'allevamento degli animali di interesse zootecnico. Verranno infatti presi in esame i sistemi riproduttivi, la natura della variabilità genetica presente nelle popolazioni vegetali, le fonti di variabilità genetica per il miglioramento: risorse genetiche agrarie, incrocio intra- e interspecifico, mutagenesi, modifica del numero cromosomico, ingegneria genetica e genome editing. Gli ultimi due argomenti verranno approfonditi anche leggendo in classe letteratura scientifica. Verranno quindi trattati i metodi di miglioramento genetico applicati alle piante autogame, allogame e a propagazione vegetativa, e la selezione conservatrice. Verranno proposti esercizi online su biotecnologie genetiche e un esercizio di problem solving a gruppi in cui mettere a sistema tutte le tecniche e i metodi di miglioramento per risolvere un problema concreto di miglioramento genetico in una specie agraria importante.

Le conoscenze necessarie sono biologia di base, genetica di base e biologia molecolare di base. Conoscenze di zootecnia, se non già possedute, sono fornite nell'ambito del corso di Laurea Magistrale.

Aver sostenuto un esame di genetica comprese la genetica delle popolazioni e dei caratteri quantitativi. Avere buone conoscenze di biologia vegetale e botanica.

Il corso è organizzato nel seguente modo: -lezioni frontali in aula su tutti gli argomenti del corso; -esercitazioni in laboratorio con svolgimento individuale dell'attività pratica da parte degli studenti. Verranno affrontati i seguenti argomenti: Analisi macroscopiche e microscopiche del materiale seminale finalizzate all'acquisizione di abilità necessarie alla valutazione della fertilità di un riproduttore. Tecniche di salvataggio genetico e recupero di ovociti ed embrioni. Esercitazioni pratiche presso il laboratorio seme del Centro genetico ANABIC. Analisi molecolari, basate sulla PCR, per l'individuazione di geni utili e/o deleteri per la selezione, per il sessaggio degli embrioni e per la tracciabilità molecolare degli alimenti di origine animale. -visite di istruzione Visita guidata al Laboratorio di Genetica e Servizi e ai laboratori di tecnologie della riproduzione AVANTEA - Cremona

Lezioni con presentazioni powerpoint, esercitazioni in aula informatica, attività di lettura e interpretazione di lavori scientifici in lingua inglese, visite didattiche ove possibile

Introduzione: importanza delle biotecnologie nel settore zootecnico. Principali problematiche applicative delle tecnologie avanzate nell'allevamento degli animali in produzione zootecnica: differenze rispetto all'ambito vegetale, costi e limiti etici. Richiami di miglioramento genetico degli animali in produzione zootecnica. Biotecnologie della riproduzione. Fondamenti di anatomia e fisiologia dell'apparato riproduttore degli animali di interesse zootecnico. Le tecnologie: inseminazione artificiale (IA), sincronizzazione dei calori, embryo transfer, MOET, embryo splitting, vitrificazione embrionale, sessaggio del seme, fecondazione in vitro (FIVET), ovum pick-up, iniezione intra-citoplasmatica dello spermatozoo (ICSI), clonazione e trapianto nucleare, salvataggio genetico. Applicazioni: riduzione dell'intervallo generazionale, incremento del progresso genetico, incremento della capacità riproduttiva, conservazione della biodiversità animale. Biotecnologie molecolari e loro applicazione in zootecnia. La Citogenetica animale: tecnologia e sue applicazioni. Le tecnologie: DNA fingerprinting, tecniche basate sulla PCR, marcatori molecolari microsatelliti e SNPs, linkage analysis, gene transfer, real time PCR, ecc. Applicazioni in zootecnia: analisi di parentela, studi evoluzionistici e di filogenesi delle razze, identificazione di caratteri utili e/o deleteri per le produzioni, sessaggio degli embrioni, identificazione QTLs, Marker Assisted Selection, introgressione genica assistita, transgenesi animale, utilizzo di strumenti molecolari per la tutela e la salvaguardia della biodiversità animale, tracciabilità molecolare degli alimenti di origine animale. Utilizzo dei marcatori SNPs per approcci selettivi ed etnologici (genome wide selection e studio di geni candidati). Indicizzazione molecolare dei riproduttori.

• Sistemi di riproduzione e natura genetica della variabilità nelle popolazioni di piante - Fonti di variabilità per il miglioramento genetico: Risorse genetiche vegetali, incrocio intra e interspecifico, mutagenesi, modifica della ploidia, coltura in vitro, ingegneria genetica delle piante - Applicazioni dell’ingegneria genetica delle piante - Genome editing nelle piante - Metodi di miglioramento genetico delle piante prevalentemente autogame - Metodi di miglioramento genetico delle piante prevalentemente allogame - Metodi di miglioramento genetico delle piante prevalentemente a propagazione vegetativa - Lettura in classe di pubblicazioni scientifiche recenti - Identificazione di eventi transgenici in silico - Esercizio di Problem solving a gruppi: Scegliere i metodi di miglioramento genetico in funzione del materiale e degli obiettivi e valutare criticamente il toolbox per il miglioramento genetico.

La valutazione consiste in un esame orale finale, della durata media di 30-40 minuti. Nel corso del colloquio orale saranno valutati sia la conoscenza degli argomenti che la proprietà di linguaggio con cui gli stessi vengono riferiti. La frequenza e partecipazione attiva alla lezioni e alle esercitazioni fanno anche parte della valutazione. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa Nel caso in cui lo studente intenda anticipare l’esame in un anno precedente a quello programmato nel piano di studio, si raccomanda di frequentare il ciclo delle lezioni e di sostenere l’esame nel primo appello utile dopo che le lezioni medesime siano terminate, nel rispetto quindi del semestre di programmazione dell’insegnamento.

Esame orale finale. La partecipazione attiva alle lezioni e la qualità dell'elaborato di Problem solving concorrerà alla valutazione Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Libri di testo. G. Sali, Manuale di teriogenologia bovina, Edagricole, 1996.R. Renneberg, Biotechnology for Beginners, Academic press, 2007. R.M. BOURDON Understanding animal breeding. ED. Prentice Hall Inc. Upper Saddle River (NJ), 1997. Heiner Niemann, Christine Wrenzycki Animal Biotechnology 1: Reproductive Biotechnologies, 2018, Springer Tutto il materiale didattico utilizzato dal docente è scaricabile dalla piattaforma Unistudium.

Brown et al. Plant Breeding, 2nd edition, Wiley Blackwell, 2014. Lorenzetti et al. Miglioramento genetico delle piante agrarie. New Business Media, Bologna, 2018. Materiale fornito dal docente (presentazioni power point e pubblicazioni scientifiche) disponibile via piattaforma e-learning Unistudium

Mettere lo studente, futuro biotecnologo agrario, in grado di giudicare i pericoli per l’ambiente e per l’uomo derivante dall’uso di prodotti fitosanitari. In particolare: Conoscere l'impatto dei prodotti fitosanitari sul sistema suolo-acque; Conoscere l'impatto dei prodotti fitosanitari sulle produzioni agrarie; Conoscere la normativa vigente in materia di uso sostenibile dei prodotti fitosanitari. Conoscere l'importanza dell'impiego di molecole naturali come possibili mezzi alternativi di lotta alle avversità e alle malerbe.

Classificazione dei prodotti fitosanitari. Procedura europea per la registrazione dei prodotti fitosanitari. Analisi del rischio: steps e parametri utili alla caratterizzazione e valutazione del rischio ambientale e alimentare. Il destino dei prodotti fitosanitari nei comparti ambientali e negli alimenti per la tutela della salute dell’ambiente e del consumatore. Biopesticidi di origine microbica e vegetale

Pur non essendo previste propedeuticità, lo studente dovrà possedere solide basi di Chimica Generale e di Chimica Organica e Biochimica.

Lezioni frontali Esercitazioni Visite di istruzione Seminari

Generalità sulla produzione e uso dei prodotti fitosanitari. Procedura europea per la registrazione dei prodotti fitosanitari. Analisi del rischio (Identificazione e caratterizzazione del pericolo, caratterizzazione e valutazione del rischio). Parametri utilizzati nella valutazione del rischio (tempo di mezzavita, costante adsorbimento, Reference dose, PECs.). Proprietà e destino ambientale dei prodotti fitosanitari. Rapporto fitofarmaci-suolo: Movimento dei fitofarmaci nel terreno agrario. Studio dei fenomeni di adsorbimento dei fitofarmaci da parte dei colloidi del suolo. Reazioni di degradazione delle molecole organiche nel suolo, nelle acque e nei vegetali. Determinazione delle concentrazioni ambientali previste (PEC) nei diversi comparti ambientali (suolo, acque superficiali e acque di falda). Limite massimo dei residui dei prodotti fitosanitari negli alimenti: metodi di calcolo e normativa. Biopesticidi di origine microbica e vegetale. Bioerbicidi Esercitazioni Pratiche in aula per il calcolo delle diverse PECs . Esercitazioni Pratiche in aula di valutazione del rischio di contaminazione ambientale da prodotti fitosanitari. Esercitazioni Pratiche in aula di valutazione del rischio di contaminazione alimentare da prodotti fitosanitari.

La verifica dell'apprendimento sarà effettuata mediante un esame orale da svolgersi nelle date reperibili sul Calendario degli Esami pubblicato nel sito internet del DSA3. La prova consiste in una discussione di circa 40 minuti volta ad accertare il livello di conoscenza raggiunto dallo studente sugli argomenti trattati nel corso. In particolare, lo studente dovrà dimostrare di aver appreso la legislazione La verifica dell'apprendimento sarà effettuata mediante un esame orale da svolgersi nelle date reperibili sul Calendario degli Esami pubblicato nel sito internet del DSA3. La prova consiste in una discussione di circa 40 minuti volta ad accertare il livello di conoscenza raggiunto dallo studente sugli argomenti trattati nel corso. In particolare, lo studente dovrà dimostrare di aver appreso la legislazione europea sulla registrazione e sull'uso dei prodotti fitosanitari, l'impatto dei prodotti fitosanitari sull'ambiente e le migliori tecniche per ridurre l'impatto stesso. Inoltre, lo studente dovrà dimostrare di conoscere le molecole naturali da poter utilizzare come biopesticidi ed il loro meccanismo di azione. Lo studente dovrà dimostrare di essere in grado di proporre in autonomia di giudizio le migliori tecniche atte a minimizzare gli impatti sull'ambiente derivanti dall'uso dei prodotti fitosanitari. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Materiale didattico in formato elettronico fornito dai docenti. Agrofarmaci, conoscenze per un uso sostenibile a cura Gennari e Trevisan Ed. Perdisa. Caboni, Angioni. Biopesticidi di origine naturale. Aracne

Acquisizione di conoscenze su: principali insetti e altri artropodi di interesse applicato; sistematica e diagnostica convenzionale e molecolare in entomologia; basi funzionali e molecolari che regolano le interazioni ecologiche e fisiologiche degli artropodi con altri organismi; utilizzazione di risorse entomologiche; la difesa dagli artropodi dannosi. Capacita` di operare nel settore delle biotecnologie applicate agli insetti.

Gli studenti al termine dell'insegnamento dovranno: conoscere gli aspetti molecolari del processo infettivo di funghi e batteri fitopatogeni, della resistenza razza-specifica, della resistenza indotta e delle risposte difensive delle piante. Dovranno altresì conoscere i principi di diagnosi fitopatologica molecolare. Gli studenti dovranno saper: pianificare esperimenti; estrarre il DNA da batteri e funghi fitopatogeni; applicare le metodiche analitiche di base per lo studio delle interazioni pianta-patogeno; utilizzare le tecniche molecolari per effettuare una diagnosi fitopatologica.

Insect Biotechnology. 6 CFU. Introduzione. Fondamenti di entomologia morfologia, classificazione. Artropodi dannosi e utili. Sistematica e diagnostica molecolare, biodiversita` entomologica. Ecologia chimica e comportamentale. Interazioni insetti-piante, resistenza delle piante agli insetti. Esempi di nuovi approcci biotecnologici per il controllo degli insetti e altre applicazioni tra: ormoni, entomofagi, entomopatogeni, SIT, transgenesi, gene drive. Biotecnologie e IPM. Risorse entomologiche. Esperienze pratiche di laboratorio. Seminari.

Aspetti molecolari della patogenicità e virulenza di funghi e batteri fitopatogeni, della resistenza razza-specifica, della resistenza indotta e delle risposte difensive delle piante. Biocontrollo e agenti di biocontrollo. Diagnosi fitopatologica molecolare.

Al fine di comprendere e saper affrontare il corso e` utile avere conoscenze di base sulla biologia molecolare e sull’entomologia.

Lezioni frontali teoriche con videoproiezione; lezioni frontali pratiche per l’acquisizione di esperienze dirette in laboratorio; discussione di articoli scientifici; seminari; visita didattica.

Lezioni frontali ed esercitazioni pratiche. Le lezioni verranno svolte in aula favorendo il dialogo con gli studenti. Per una migliore comprensione, il docente proietterà diapositive in Power point. Circa dieci minuti prima del termine della lezione il Docente farà un riepilogo di ciò che ha trattato, chiederà se ci sono ulteriori domande e porrà alcune domande agli studenti per verificare l'apprendimento. Agli studenti viene proposto di fare un seminario per spiegare i risultati di un recente articolo scientifico nel settore degli aspetti molecolari dell'interazione pianta-patogeno. Le esercitazioni si svolgeranno nel laboratorio di Biotecnologie patologiche e fisiopatologia vegetale, con gli orari che verranno indicati agli studenti nel corso delle prime lezioni.

LEZIONI FRONTALI TEORICHE Introduzione al corso; gli insetti e l’uomo. Richiami di entomologia generale e applicata; filogenesi, sistematica, anatomia e fisiologia degli insetti e di altri artropodi; riproduzione e sviluppo; principali artropodi di interesse applicato; fitofagi, ematofagi, vettori di patogeni; predatori e parassitoidi; basi del controllo integrato degli artropodi dannosi. Marcatori e mezzi diagnostici molecolari in entomologia applicata. PCR di mtDNA e rDNA, DNA barcoding, sequenziamento; applicazioni nella sistematica molecolare; applicazioni nella diagnostica molecolare di parassitoidi nell’ospite, del contenuto intestinale di predatori e fitofagi, di fitopatogeni in fitofagi vettori; applicazioni nella valutazione della biodiversita` entomologica. Etologia ed ecologia chimica degli insetti e di altri artropodi. Feromoni ed altri semiochimici, stimoli fisici; percezioni degli stimoli e meccanismi della risposta comportamentale; manipolazione del comportamento degli artropodi in campo per il controllo delle specie dannose e in laboratorio per l’allevamento di entomofagi. Interazioni insetti-piante; la resistenza delle piante agli insetti e acari fitofagi; resistenza costitutiva e indotta, resistenza diretta (antixenosi, antibiosi) e indiretta. Meccanismi di induzione della resistenza agli artropodi. Implementazione e prospettive: piante geneticamente modificate esprimenti diversi tipi di molecole ad attivita` insetticida; possibilita` di manipolazione della resistenza indiretta; applicazione alle piante di induttori di resistenza contro gli artropodi. Nuovi approcci biotecnologici per il controllo degli insetti dannosi ed altre applicazioni. Nuove molecole insetticide. Entomofagi ed entomopatogeni. Tecnica dell’insetto sterile (SIT) e transgenesi: vantaggi e applicazione ai fini dell’eradicazione di insetti dannosi. Cenni sull’utilizzazione di risorse entomologiche in altri ambiti (per esempio in medicina, industria, alimentazione umana o animale). Biotecnologie entomologiche e controllo integrato (IPM): stato dell’arte e prospettive future. Conclusioni del corso. LEZIONI FRONTALI PRATICHE Allevamento di insetti fitofagi ed entomofagi. Collezioni entomologiche di specie di interesse economico e specie tropicali. Anatomia esterna e interna (osservazioni e dissezioni allo stereomicroscopio). Identificazione di specie dannose con tecniche molecolari. Diagnostica molecolare: rilevazione ed identificazione di prede nel contenuto intestinale di predatori; rilevazione ed identificazione molecolare di parassitoidi in fitofagi ospiti; diagnostica molecolare di fitopatogeni in insetti vettori. Estrazione e determinazione dell'emissione di composti volatili organici (VOCs) da insetti e da piante sane e attaccate da artropodi; biosaggi elettrofisiologici (es. EAG, GC-EAD) di semiochimici mediante parassitoidi e/o predatori; biosaggi comportamentali di semiochimici utilizzando specifiche attrezzature informatizzate (olfattometro, tunnel a vento, arena aperta). Seminari; visita didattica.

Aspetti molecolari della patogenicità e della virulenza di funghi e batteri fitopatogeni. Funghi: ruolo di melanine, idrofobine, cutinasi, vie di trasduzione di segnale, saponine, fitotossine, trasportatori. Batteri: pilo Hrp e patogenicità; effettori proteici, fitotossine, enzimi pectolitici, polisaccaridi extracellulari, quorum-sensing e quorum quencing, fitormoni e virulenza. Aspetti molecolari della resistenza razza-specifica (geni di resistenza e di virulenza), della resistenza indotta e delle risposte difensive delle piante. Biocontrollo. Meccanismo d'azione degli agenti di biocontrollo. Principi di diagnosi fitopatologica. Diagnosi di malattie delle piante causate da virus, batteri, fitoplasmi e funghi, con particolare riferimento all'impiego delle tecniche molecolari. Caratterizzazione molecolare di popolazioni di agenti fitopatogeni.

L'esame (scritto e/o orale) consiste nella discussione degli argomenti trattati durante il corso e di approfondimenti su una tematica a scelta dello studente in accordo con il docente. La prova consente di accertare: le conoscenze acquisite dallo studente durante il corso; la comprensione delle tematiche trattate; la capacita` di applicare le competenze acquisite e di elaborare soluzioni in autonomia di giudizio; la capacita` di esposizione. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilita` e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

L'esame prevede una prova orale finale, della durata totale di circa 30 minuti. Consiste nella discussione degli argomenti trattati durante il corso al fine di accertare: le conoscenze acquisite dallo studente durante il corso; la comprensione delle tematiche trattate; la capacità di applicare le competenze acquisite e di elaborare soluzioni in autonomia di giudizio; la capacità di esposizione. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

• Materiale didattico fornito dal docente. - Gullan, Cranston, 2006. Lineamenti di Entomologia, Zanichelli. - Pennacchio F, 2014. Gli Insetti e il loro controllo. Liguori editore. - Vilcinskas A., 2011. Insect Biotechnology. Springer. - Hoy, M.A. 2019. Insect Molecular Genetics. An Introduction to Principles and Applications. Second Edition. Academic Press.

Materiale didattico distribuito dal docente durante il corso. Matta A., Buonaurio R., Favaron F., Scala A., Scala F. 2017. Fondamenti di Patologia Vegetale. Agrios G. 2005. Plant Pathology Fifth Edition.

L'insegnamento si propone di fornire agli studenti una conoscenza teorica e pratica di alcune applicazioni delle biotecnologie, finalizzate alle produzioni vegetali di qualità (genetica e sanitaria), con particolare riguardo alla propagazione delle specie legnose. Saranno perciò trattati i princìpi delle colture in vitro vegetali (totipotenza, processi rigenerativi, Testi in inglese Language of instruction English condizioni colturali) e le principali tecniche, come la micropropagazione, sia negli aspetti di base che in quelli caratterizzanti la sua applicazione per le produzioni vivaistiche. Saranno descritte, inoltre, tecniche e tecnologie innovative per migliorare la gestione del materiale vitroderivato, di grandi potenzialità applicative nel settore vivaistico

L'insegnamento si propone di fornire agli studenti conoscenze teoriche e pratiche di alcune applicazioni delle biotecnologie finalizzate alle produzioni vegetali di qualità (genetica e sanitaria), con particolare riguardo alla propagazione delle specie legnose. Saranno perciò trattati i princìpi delle colture in vitro vegetali e le principali tecniche, come la micropropagazione, sia negli aspetti di base che in quelli caratterizzanti la sua applicazione per le produzioni vivaistiche. Saranno descritte, inoltre, tecniche e tecnologie innovative per migliorare la gestione del materiale vitro-derivato, di grandi potenzialità applicative nel settore vivaistico.

Al fine di comprendere meglio le tematiche del corso e saper applicare le tecniche descritte nell'insegnamento, lo studente dovrebbe possedere conoscenze di base sulla propagazione dei vegetali e sulle tecniche di coltura in vitro, oltre ad aver seguito corsi che contengano elementi di base, come Botanica generale, Chimica generale e Arboricoltura generale.

Il corso è organizzato in lezioni in aula, esercitazioni presso il laboratorio di colture in vitro del DSA3, seminari di esperti di settore e visite tecniche.

Lezioni frontali: Cenni introduttivi sulle biotecnologie e sulle specie legnose. Princìpi di base sulle tecniche di coltura in vitro e sulla micropropagazione (totipotenza cellulare e processi rigenerativi). Ruolo delle colture in vitro nella propagazione vegetativa delle specie arboree ed arbustive. Aspetti tecnici e potenzialità applicative della micropropagazione nella filiera delle produzioni vivaistiche. Organizzazione di un laboratorio di colture in vitro in ambito vivaistico. Problematiche inerenti la micropropagazione commerciale. Limiti e potenzialità dei vari processi rigenerativi nella coltura di tessuti ed organi. Interventi di risanamento del materiale vegetale. Innovazioni metodologiche per migliorare la produzione di materiale vivaistico, con riferimento ai protocolli applicati in ambito commerciale nel corso di alcune fasi della micropropagazione. Nuove tecnologie nella gestione del materiale di propagazione per la conservazione, lo stoccaggio e la diffusione di germoplasma vegetale: l'incapsulamento. Potenzialità applicative dell'impiego di capsule "multifunzionali" e semi sintetici. Esercitazioni: Frequentazione del laboratorio di colture in vitro annesso al Dipartimento di Scienze Agrarie, Alimentari e Ambientali (DSA3) dell'Università di Perugia per lo svolgimento di attività pratiche e manipolazioni in asepsi. Analisi e valutazione della letteratura scientifica di settore in funzione di studi inerenti problematiche aperte. Visite guidate a strutture vivaistiche e laboratori commerciali. Attività seminariali di esperti di settore.

Esame orale finale nelle date programmate. La valutazione si basa su un esame orale, della durata media di circa 50 minuti, che si traduce in un colloquio (domande e risposte) atto ad accertare le conoscenze teoriche inerenti l'insegnamento, nonché la capacità di formulare soluzioni a quesiti di carattere tecnico-scientifico, relativi a casi di studio connessi con le tematiche del corso. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Il Docente fornisce materiale didattico e articoli scientifici relativi agli argomenti programmati. Per approfondimenti sono consigliati testi scientifici come: 1. M. Lambardi, A.E. Ozudogru and S.M. Jain (Eds.), 2012. Protocols for micropropagation of selected economically-important horticultural plants. Publisher Humana Press-Springer (Springer-Verlag GmbH Heidelberg, Germany). 2. George E.F.. Plant Propagation by Tissue Culture. Exegetics, Edington, UK. 3. Redenbaugh K.. Synseeds: Applications of Synthetic Seeds to Crop Improvement. K. Redenbaugh (Ed.). CRC Press Inc., Boca Raton, Ca (USA). 4. Hartmann H.T. e Kester D.E., 1990. Propagazione delle piante, Edagricole, Bologna.

Al termine del corso, gli studenti saranno in grado di: interpretare il ruolo delle biotecnologie nell’ambito della bioeconomia e delle transizioni verso la sostenibilità; analizzare le filiere bio-based, i mercati e i modelli di business in un contesto globale; valutare le condizioni economiche e istituzionali che abilitano l’innovazione nei settori biotecnologici; comprendere e applicare i principi fondamentali della proprietà intellettuale in relazione all’innovazione tecnologica; progettare un progetto di ricerca e innovazione in ambito europeo, integrando componenti scientifiche, economiche e manageriali; tradurre la conoscenza scientifica in opportunità imprenditoriali o soluzioni rilevanti per le politiche pubbliche.

Il corso esplora le dimensioni economiche, manageriali e di policy delle biotecnologie all’interno del più ampio quadro della transizione verso la bioeconomia. Esso fornisce una comprensione integrata di come la conoscenza scientifica generata nel campo delle biotecnologie venga tradotta in valore economico, processi di innovazione e applicazioni di mercato. Il corso si concentra su quattro dimensioni chiave: il ruolo delle biotecnologie nello sviluppo di sistemi bio-based sostenibili; il funzionamento dei mercati bio-based e l’emergere di modelli di bio-business; la protezione e valorizzazione dell’innovazione attraverso i diritti di proprietà intellettuale; la progettazione e gestione di progetti europei di ricerca e innovazione. Particolare attenzione è dedicata all’interfaccia tra scienza, mercato e policy, evidenziando come le innovazioni biotecnologiche siano incorporate in contesti regolatori, istituzionali e socio-economici.

Non sono richiesti prerequisiti formali. È consigliata una conoscenza di base di economia e scienze della vita.

Il corso adotta un approccio interattivo e centrato sullo studente, combinando: self-directed learning, per stimolare processi di apprendimento autonomi e intrinsecamente motivati; collaborative learning, attraverso attività di gruppo e interazione tra pari; problem-based learning, focalizzato su problemi reali nei settori della bioeconomia e delle biotecnologie; seminari e interazioni con stakeholder esterni; attività progettuali orientate allo sviluppo di proposte di innovazione e ricerca.

Il corso è articolato in quattro unità: Unità 1 – Bioeconomia e biotecnologie (12 ore) Modello europeo di agricoltura e transizione verso la sostenibilità Agenda politica dell’UE per la sostenibilità e la bioeconomia Concetti e framework della bioeconomia Ruolo delle biotecnologie nei sistemi bio-based Risorse bio-based e filiere Governance della bioeconomia Unità 2 – Mercati, management e imprenditorialità (12 ore) Mercati globali dei prodotti e delle risorse bio-based Interazione con i mercati agricoli e alimentari Opportunità imprenditoriali nella bioeconomia Imprenditorialità nei settori biotecnologici Sviluppo di modelli di business bio-based Unità 3 – Proprietà intellettuale e sistemi di innovazione (9 ore) Fondamenti dell’innovazione tecnologica Diritti di proprietà intellettuale (IPR) e brevetti Quadro normativo europeo in materia di proprietà intellettuale Dati brevettuali come indicatori di innovazione Ruolo della proprietà intellettuale nei sistemi di innovazione della bioeconomia. Unità 4 – Progettazione e finanziamenti europei (12 ore) Principi di project management europeo Struttura dei programmi europei di ricerca e innovazione Ciclo di vita del progetto: definizione di obiettivi e ambito costruzione del partenariato pianificazione e implementazione monitoraggio e valutazione Traduzione della ricerca scientifica in progetti di innovazione

La verifica dell’apprendimento è progettata in coerenza con gli obiettivi formativi e comprende: prove scritte (domande aperte e a scelta multipla) per le Unità 1–3, finalizzate a valutare la comprensione concettuale e le capacità analitiche; valutazione di un project work (Unità 4), focalizzato sulla progettazione di un progetto di ricerca o innovazione nel campo delle biotecnologie. I criteri di valutazione includono: chiarezza concettuale e capacità analitica; capacità di applicare le conoscenze teoriche a contesti reali; qualità e fattibilità della progettazione; capacità di comunicazione e presentazione.

Lewandowski, I. (2018). Bioeconomy: Shaping the transition to a sustainable, biobased economy. Springer. Viaggi, D. (2018). The bioeconomy: delivering sustainable green growth. CABI. Ulteriore materiale (articoli scientifici, documenti di policy, casi studio) sarà fornito dal docente.

L'obiettivo del corso è di fornire agli studenti degli elementi di scienza e tecnica delle coltivazioni, una panoramica sui diversi raggruppamenti di colture agrarie e gli aspetti salienti sulla biologia delle sementi e sull’attività sementiera come campi di applicazione delle biotecnologie. Considerando che la provenienza dai corsi di laurea triennale degli studenti è di norma eterogenea e piuttosto variabile di anno in anno, il docente valuterà caso per caso se richiamare o trattare più dettagliatamente gli argomenti di scienza e tecnica delle coltivazioni.

Elementi di ecologia e fisiologia delle colture. Elementi di tecnica agronomica. Classificazione delle colture erbacee e descrizione delle caratteristiche peculiari (morfologiche, biologiche, colturali) dei diversi raggruppamenti. Biologia delle sementi. Tecnologia delle sementi (selezione, priming, conservazione). Normative, certificazione e analisi delle sementi. Colture da seme: frumento, mais, barbabietola da zucchero e erba medica come casi studio

Prerequisiti: al fine di comprendere gli aspetti salienti delle coltivazioni e dell’attività sementiera descritti nell'insegnamento come campi di applicazione delle biotecnologie è necessario possedere conoscenze e competenze di biologia e fisiologia vegetale. La conoscenza di questi argomenti rappresenta un prerequisito importante per lo studente che voglia seguire il modulo d'insegnamento e/o voglia affrontare la preparazione dell'esame mediante lo studio domiciliare con profitto.

Lezioni frontali su tutti gli argomenti del corso Lezioni teorico-pratiche in aula: Verranno proposti e risolti insieme al docente casi pratico-applicativi sugli argomenti del corso. Lezioni teorico-pratiche presso aziende e colture in atto: Queste lezioni, alcune delle quali prevedono sopralluoghi su colture in atto presso aziende agrarie o visite ad impianti di selezione delle sementi verranno organizzate compatibilmente con le condizioni meteorologiche e/o con le attività delle strutture ospitanti. In base agli anni precedenti si possono prevedere da una a tre uscite didattiche, tra cui una presso il laboratorio didattico-sperimentale della UR Agronomia e Coltivazioni Erbacee del DSA3 in Papiano e l'azienda della Fondazione per l'Istruzione Agraria in Casalina. Gli studenti potranno inoltre accedere al laboratorio sementi presso la sede del DSA3 per ulteriori esercitazioni individuali. Supporti per l'insegnamento e l'apprendimento: Video proiezioni delle lezioni Materiale didattico distribuito dal docente Testi consigliati per lo studio Dispense consegnate dal docente Semi e piante di circa 70 specie agrarie

A) Scienza delle Coltivazioni Ecologia delle colture (fattori climatici e pedologici); Fisiologia delle colture (fotosintesi , crescita, sviluppo e produzione delle colture, competizione tra piante e tra organi della pianta, plasticità morfologica, componenti della produzione); Scopi, tipologie, risvolti produttivi e ambientali delle tecniche di coltivazione (cenni su sistemazioni idrauliche e lavorazioni, semina, fertilizzazione, controllo delle infestanti, dei fitofagi e delle crittogame, raccolta e utilizzazione del prodotto, gestione dei residui colturali); Classificazione delle colture erbacee e descrizione delle caratteristiche peculiari (morfologiche, biologiche, colturali) dei diversi raggruppamenti: cereali, leguminose da granella, oleifere, da fibra, saccarifere, foraggere, orticole, officinali, ornamentali. Nella trattazione dei suddetti raggruppamenti verranno introdotti gli elementi basilari di scienza delle coltivazioni: Aspetti salienti dei sistemi produttivi convenzionali e biologici. B) Sementi e Attività Sementiera Descrizione delle sementi delle principali specie coltivate. Richiami di biologia delle sementi: fisiologia della germinazione, vitalità, vigore, dormienza dei semi. Tecnologia delle sementi: selezione meccanica, concia, pellicolatura, confettatura, priming, conservazione delle sementi. Normative relative alla produzione e commercializzazione delle sementi: iscrizione al RNV, certificazione e analisi delle sementi. Produzione delle sementi: aspetti delle colture da seme di frumento, mais, barbabietola da zucchero e erba medica come casi studio. Lezioni teorico-pratiche - Riconoscimento di semi e piante delle specie trattate - Risoluzione di casi pratico-applicativi relativi alle conoscenze acquisite sulle colture erbacee. - Problematiche di colture in atto e relative operazioni colturali. - Fasi di lavorazione delle sementi, funzionamento dei macchinari, constatazione delle problematiche di processo sia presso il laboratorio sementi del DSAA che presso stabilimenti di lavorazione delle sementi. - Tecniche di laboratorio relative alle analisi delle sementi.

Sono previste delle verifiche in itinere senza valore esonerativo, al solo scopo di valutare l'efficacia dell'azione didattica e il grado di partecipazione/apprendimento da parte degli studenti. L'accertamento dei risultati di apprendimento relativi all'insegnamento verrà effettuato in sede di esame ufficiale (secondo le date di appello previste) con prova orale della durata complessiva di 40-50 minuti, mediante colloquio a stimolo aperto con risposta aperta su 5 argomenti dell'insegnamento tra i seguenti: elementi di ecologia e fisiologia delle colture, elementi di tecnica agronomica, peculiarità dei diversi raggruppamenti di colture erbacee, aspetti salienti dei sistemi produttivi convenzionali e biologici, fondamenti di biologia e fisiologia delle sementi, tecnologia di selezione delle sementi, priming delle sementi, normativa e certificazione delle sementi, analisi delle sementi, colture da seme. La prova orale consentirà di verificare le conoscenze e la comprensione degli argomenti nonché la capacità di comunicazione con proprietà di linguaggio ed organizzazione autonoma dell'esposizione sugli stessi argomenti a contenuto teorico. La prova consentirà inoltre di accertare le abilità dello studente, ovvero la capacità di applicare le conoscenze acquisite alla soluzione di casi pratici elaborando soluzioni in autonomia di giudizio. Griglia di valutazione 18-21: conoscenze sufficienti almeno degli argomenti di base, comprensione sufficiente dei concetti. 22-24: conoscenze buone e ampie degli argomenti, comprensione buona dei concetti, discreto uso della terminologia specifica, sufficiente capacità di applicazione delle conoscenze a casi pratici sotto la guida del del docente 25-27: conoscenze complete degli argomenti del corso, comprensione molto buona dei concetti, discreta capacità di esposizione con uso appropriato di terminologia specifica, discreta capacità di analisi e sintesi degli argomenti, buone abilità nell'applicazione delle conoscenze a casi pratici, discreta capacità di elaborare soluzioni con l'ausilio di qualche indicazione da parte del docente 28-30: conoscenze complete degli argomenti, ottima comprensione dei concetti, elevata capacità di esposizione con uso appropriato di terminologia specifica, elevata capacità di analisi e sintesi degli argomenti, elevate abilità nell'applicazione delle conoscenze a casi pratici con elaborazione di soluzioni in autonomia. Risultati d'apprendimento previsti: Conoscenze (gli aspetti più importanti) 1. Conoscenza di elementi di ecologia e fisiologia delle colture 2. Conoscenza di elementi di tecnica agronomica 3. Conoscenza delle caratteristiche botaniche e biologiche delle principali colture erbacee 4. Conoscenza delle esigenze pedo-climatiche delle principali colture erbacee 5. Conoscenza delle avversità abiotiche e biotiche delle colture agrarie 6. Conoscenza dei possibili obiettivi del miglioramento genetico delle specie agrarie 7. Conoscenza delle implicazioni ambientali e sanitarie delle attività produttive 8. conoscenze di biologia del seme e fisiologia della germinazione 9. conoscenze sulla tecnologia delle sementi 10. conoscenze sulla filiera di produzione delle sementi 11. conoscenze sulla normativa per la produzione, la commercializzazione e l'analisi delle sementi 12. conoscenze sui possibili settori di applicazione delle biotecnologie nelle colture erbacee e nella produzione sementiera 13. conoscenze sui mezzi analitici tradizionali e innovativi nella produzione delle sementi anche ai fini della rilevazione di OGM 14. conoscenze sulla ricerca di base ed applicata nelle colture erbacee e nella produzione sementiera 15. conoscenze sulle possibili applicazioni nelle attività professionali e di progetto Abilità (gli aspetti più importanti) 1. Saper comprendere problematiche agronomiche 2. Saper controllare e valutare le caratteristiche delle cultivar 3. saper comprendere l'effetto delle tecniche agronomiche sugli agroecosistemi 4. Saper interfacciarsi con agronomi in progetti tecnico scientifici multidisciplinari 5. saper controllare gli agro-ecosistemi adottando biotecnologie avanzate 6. saper lavorare in autonomia e responsabilità nell'ambito di progetti 7. Saper sviluppare idee e progetti e gestire progetti scientifici e tecnici nell'ambito della produzione sementiera 8. Capacità di analisi e di sintesi 9. Capacità di organizzazione e pianificazione 10. Capacità di problem solving 11. Capacità di comunicazione efficace Comportamenti (gli aspetti più importanti) 1. Consapevolezza delle implicazioni etiche e sociali del proprio agire 2. Consapevolezza delle implicazioni ambientali del proprio agire 3. Consapevolezza delle proprie responsabilità 4. Consapevolezza della necessità di un continuo aggiornamento ed integrazione della propria formazione scientifica e tecnica Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Dispense delle lezioni Bewley, J.D., Bradford, K., Hilhorst, H., Nonogaki, H. 2013. Seeds: Physiology of Development, Germination and Dormancy. Springer-Verlag, New York, 3rd Edition. 392 pp. Sadras V., Calderini D. 2014. Crop Physiology: Applications for Genetic Improvement and Agronomy. Academic Press, 564 pp. eBook ISBN: 9780124169791. Articoli da riviste scientifiche e tecnico divulgative