Biologia

L'obiettivo principale dell’insegnamento consiste nel fornire agli studenti le basi ed appropriate conoscenze per affrontare lo studio degli alimenti, alimenti funzionali e dei prodotti dietetici; struttura chimica e proprietà dei costituenti alimentari; meccanismi delle principali reazioni di alterazione; diverse tipologie e utilizzi dei prodotti dietetici e di alimenti per regimi alimentari speciali (FSG, AFMS, alimenti per la prima infanzia, alimenti senza glutine, aliemnti senza lattosio). Le principali conoscenze acquisite saranno: composizione degli alimenti e alimenti funzionali; struttura dei costituenti alimentari; fenomeni di alterazione e di adulterazione degli alimenti; composizione ed utilizzo dei prodotti dietetici. Lo studente sarà in grado di applicare le conoscenze acquisite, manifestando le seguenti principali abilità: capacità di valutare la qualità degli alimenti sulla base dei dati di composizione, e di eventuali fenomeni di alterazione ed adulterazione; capacità di interpretare, ai fini di un corretto impiego, la composizione degli alimenti funzionali e dei prodotti dietetici.

Principi alimentari e nutrienti. Composizione chimica di alcuni alimenti di origine animale e vegetale. Composizione, proprietà, legislazione ed utilizzo degli alimenti funzionali e dei prodotti dietetici. Integratori alimentari. Novel foods. FSG: Alimenti per gruppi specifici. AFMS: Alimenti ai Fini Medici Speciali. Alimenti per la prima infanzia. Prodotti VLCD e LCD. ASG: Alimenti Senza Glutine. Alimenti delattosati.

Per una comprensione ottimale dei contenuti dell'insegnamento e per il raggiungimento degli obiettivi formativi previsti, lo studente deve possedere conoscenze di: chimica generale, chimica organica, biochimica, fisiologia.

Il corso è organizzato in lezioni frontali (35 ore) su tutti gli argomenti del corso e attività pratiche, incluse la lettura critica e l'interpretazione delle etichette alimentari (12 ore). Sono previsti percorsi coerenti con le necessità degli studenti con disabilità e/o DSA (piano didattico personalizzato; strumenti compensativi; misure dispensative; verifiche adattate).

Biomolecole funzionali negli alimenti/prodotti dietetici. Etichettatura degli alimenti nell'ottica del consumo responsabile, della sostenibilità ambientale e della lotta allo spreco alimentare (goal 2 e 12, Agenda 2030). Claims nutrizionali e salutistici finalizzati alla salute e al benessere (goal 3, Agenda 2030). Aspetti normativi. Fibra alimentare. Alimenti funzionali. Probiotici e prebiotici. Principi di nutraceutica. Novel foods e fonti sostenibili di proteine (goal 12, Agenda 2030). Antiossidanti naturali e sintetici. Composizione di latte, oli e grassi vegetali, cereali e derivati. Integratori alimentari e nutraceutici. Prodotti destinati a gruppi specifici della popolazione con esigenze nutrizionali particolari (Foods for Specific Groups, FSG). AFMS. Alimenti per la prima infanzia. Alimenti senza glutine. Alimenti delattosati ed altre esigenze dietetiche speciali.

L'apprendimento dei contenuti e delle nozioni del corso sarà verificato mediante un colloquio orale (30 minuti circa) sugli argomenti del corso, inclusa la lettura critica di almeno un'etichetta alimentare commerciale. Tale colloquio sarà finalizzato a: verificare le conoscenze acquisite dallo studente nel settore della chimica degli alimenti, degli alimenti funzionali, e dei prodotti dietetici; verificare la capacità di apprendimento raggiunta dallo studente sugli argomenti presentati a lezione e riportati nel programma; verificare l'abilità comunicativa dello studente con proprietà di linguaggio ed organizzazione autonoma dell’esposizione relativamente agli argomenti (contenuti teorico/pratici) previsti nel programma dell'insegnamento; verificare la capacità di applicare le competenze acquisite. Le domande verteranno su aspetti relativi a: struttura dei costituenti alimentari; meccanismi di alterazione/adulterazione di tali componenti; aspetti compositivi e legislativi di alcuni alimenti di origine animale e vegetale; valutazione della qualità degli alimenti e alimenti funzionali; composizione, proprietà, legislazione e utilizzo dei principali prodotti dietetici (FSG, AFMS, alimenti per la prima infanzia, alimenti senza glutine); claims nutrizionali e salutistici.

-LA CHIMICA E GLI ALIMENTI: nutrienti e aspetti nutraceutici (Mannina, Daglia, Ritieni; Zanichelli Editore). -PRODOTTI DIETETICI (Evangelisti, Restani; Piccin Editore). -BIOCHIMICA MEDICA - STRUTTURALE, METABOLICA e FUNZIONALE (Siliprandi e Tettamanti; Piccin Editore). -Materiale didattico aggiornato consultabile sulla piattaforma Unistudium. -Appunti di lezione.

L’obiettivo principale del corso è la comprensione dei principi fondamentali della chimica analitica strumentale attraverso l’apprendimento di metodi analitici basati sull’utilizzo di tecniche spettroscopiche e cromatografiche. Saranno evidenziate le potenzialità ed i limiti delle metodologie analitiche trattate con esempi di applicazioni in diversi ambiti (ambientale, medico, alimentare, industriale). Verranno discussi metodi di elaborazione dei dati analitici ottenuti sperimentalmente.

Introduzione alla chimica analitica strumentale. Analisi degli errori e statistica. Validazione di un metodo analitico e cifre di merito. Calibrazione e metodi di calibrazione. Spettroscopia ottica. Spettroscopia atomica. Spettroscopia UV-Vis. Colorimetria. Cromatografia

Per una piena e agile comprensione dei contenuti del corso è importante avere delle buone basi di chimica generale.

Il corso è organizzato nel seguente modo: - lezioni frontali in aula su tutti gli argomenti affrontati durante il corso mediante presentazioni PowerPoint; - esercitazioni in aula sui principali argomenti affrontati; - esperienze di laboratorio dimostrative.

1) Definizione dei termini usati in chimica analitica (campione, matrice, analita, interferenza chimica, misura, analisi, differenza tra metodo, protocollo, tecnica e procedura analitici). Classificazione dei metodi analitici in classici e strumentali. 2) La scelta del metodo analitico- cifre di merito. Accuratezza e precisione. L’incertezza nella misura. Errore sistematico e casuale. Sensibilità. Limite di rivelabilità e di quantificazione. Intervallo dinamico e lineare. Selettività. Carte di controllo. 3) Metodi di Calibrazione. Standard primari, materiali di riferimento e materiali di riferimento certificati. Soluzioni standard e bianco. Retta di calibrazione mediante il metodo dei minimi quadrati. Deviazione standard della pendenza, dell’intercetta, della regressione e della concentrazione incognita di analita. Coefficiente di correlazione. Determinazione lod e loq da misure ripetute sul bianco, dalla retta di calibrazione e dal rapporto segnale/rumore. Calibrazione con standard esterno, interno e metodo delle aggiunte standard. 4) METODI SPETTROMETRICI: Introduzione. Proprietà ondulatorie e corpuscolari della radiazione elettromagnetica, interazione radiazione elettromagnetica e materia (riflessione, trasmissione, rifrazione, diffrazione, assorbimento, emissione), lo spettro elettromagnetico, Legge di lambert-beer. METODI SPETTROSCOPICI OTTICI: strumentazione (sorgenti, monocromatori, comparto campione, rivelatori e selettori di lunghezze d’onda) con particolare riferimento alla spettroscopia molecolare UV-Vis e atomica SPETTROSCOPIA ATOMICA: strumentazione per assorbimento, emissione e fluorescenza atomica. Assorbimento atomico: spettro del sodio, sorgenti, fenomeni di allargamento delle righe spettrali, effetto della temperatura, metodi di introduzione di campioni in soluzione e solidi, atomizzazione in fiamma e termoelettrica, descrizione e funzionamento dei due tipi di atomizzatori. Strumentazione per assorbimento atomico. SPETTROSCOPIA UV-VIS. spettroscopia di assorbimento: spettri di assorbimento, spettrofotometri a doppio raggio, a monoraggio e multicanale. Spettrofotometro per misure in riflessione su superficie e campioni solidi, la sfera integratrice. Determinazioni quantitative: legge di Lambert-Beer e sue deviazioni. Spettrofluorimetria: aspetti teorici e strumentazione. La correzione spettrale. Determinazioni quantitative. Colorimetria: aspetti teorici e strumentazione. Origine del colore. Colori sottrattivi e additivi. Il sistema RGB e CLMK. Tonalità, saturazione e luminosità, il modello CIELab. 5) I principi della cromatografia. Origini e definizioni. Classificazione dei metodi cromatografici in base allo stato di aggregazione della fase mobile e stazionaria, in base modalità fisica di contatto tra fase mobile e fase stazionaria e in base alle interazioni tra soluti e fase stazionaria. Cromatografia analitica e preparativa. Bande e picchi cromatografici. Il cromatogramma, il picco cromatografico e sua ampiezza di base, tempo di ritenzione e tempo di ritenzione corretto, tempo morto, velocità di migrazione media dei soluti e della fase mobile. Il coefficiente di ripartizione e sua relazione con la velocità di migrazione dei soluti. Coefficiente di ritenzione e sua relazione con la velocità di migrazione e con i tempi di ritenzione dei soluti. La teoria classica dei piatti teorici e l’efficienza cromatografica. Teoria cinetica delle velocità. L’equazione di Van Deemter. Risoluzione cromatografica. Ottimizzazione di un processo cromatografico. Gascromatografia: definizione e campo di applicazione, L’apparecchiatura, Il gas carrier, Iniettori: split/splitless, on-column e PTV, Le colonne gascromatografiche: impaccate e capillari. La cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC): campo di applicazione, Schema a blocchi, Solventi per cromatografia liquida, degasaggio, pompe HPLC isocratiche e a gradiente, iniettori manuali e automatici. Colonne HPLC: Tipi di fase stazionaria, Particle size, Particle shape, Porosità. Cromatografia ad esclusione, Detector per HPLC: UV Visibile, DAD, ELSD, MS. L’analisi chimica qualitativa e quantitativa con le tecniche cromatografiche: Calibrazione e fattore di risposta, Normalizzazione Interna, Standardizzazione Esterna, Metodo delle Aggiunte.

L'esame prevede una prova orale cioè una discussione orale della durata necessaria ad accertare il livello di conoscenza perseguito dallo studente sugli argomenti affrontati durante le lezioni frontali e sulle tecniche analitiche utilizzate durante le esperienze di laboratorio. Verrà verificata inoltre la capacità dello studente ad esporre i contenuti teorici con un linguaggio scientifico appropriato e il senso critico acquisito nell'affrontare problematiche di carattere applicativo analoghe a quelle che si potrebbero presentare in un laboratorio chimico di ricerca e/o di analisi. Gli studenti e le studentesse con disabilità e/o con DSA sono invitati/e a visitare la pagina dedicata agli strumenti e alle misure previste e a concordare preventivamente quanto necessario con il/la docente (https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

• Materiale didattico fornito dal docente. • Testi universitari di chimica analitica: - “CHIMICA ANALITICA” Sabbatini, Malitesta, Pastore. EdiSES - "CHIMICA ANALITICA QUANTITATIVA". Daniel C. Harris. ZANICHELLI

L’obiettivo principale del corso è la comprensione dei principi fondamentali della chimica analitica strumentale attraverso l’apprendimento di metodi analitici basati sull’utilizzo di tecniche spettroscopiche e cromatografiche. Saranno evidenziate le potenzialità ed i limiti delle metodologie analitiche trattate con esempi di applicazioni in diversi ambiti (ambientale, medico, alimentare, industriale). Verranno discussi metodi di elaborazione dei dati analitici ottenuti sperimentalmente.

Introduzione alla chimica analitica strumentale. Analisi degli errori e statistica. Validazione di un metodo analitico e cifre di merito. Calibrazione e metodi di calibrazione. Spettroscopia ottica. Spettroscopia atomica. Spettroscopia UV-Vis. Colorimetria. Cromatografia

Per una piena e agile comprensione dei contenuti del corso è importante avere delle buone basi di chimica generale.

Il corso è organizzato nel seguente modo: - lezioni frontali in aula su tutti gli argomenti affrontati durante il corso mediante presentazioni PowerPoint; - esercitazioni in aula sui principali argomenti affrontati; - esperienze di laboratorio dimostrative.

1) Definizione dei termini usati in chimica analitica (campione, matrice, analita, interferenza chimica, misura, analisi, differenza tra metodo, protocollo, tecnica e procedura analitici). Classificazione dei metodi analitici in classici e strumentali. 2) La scelta del metodo analitico- cifre di merito. Accuratezza e precisione. L’incertezza nella misura. Errore sistematico e casuale. Sensibilità. Limite di rivelabilità e di quantificazione. Intervallo dinamico e lineare. Selettività. Carte di controllo. 3) Metodi di Calibrazione. Standard primari, materiali di riferimento e materiali di riferimento certificati. Soluzioni standard e bianco. Retta di calibrazione mediante il metodo dei minimi quadrati. Deviazione standard della pendenza, dell’intercetta, della regressione e della concentrazione incognita di analita. Coefficiente di correlazione. Determinazione lod e loq da misure ripetute sul bianco, dalla retta di calibrazione e dal rapporto segnale/rumore. Calibrazione con standard esterno, interno e metodo delle aggiunte standard. 4) METODI SPETTROMETRICI: Introduzione. Proprietà ondulatorie e corpuscolari della radiazione elettromagnetica, interazione radiazione elettromagnetica e materia (riflessione, trasmissione, rifrazione, diffrazione, assorbimento, emissione), lo spettro elettromagnetico, Legge di lambert-beer. METODI SPETTROSCOPICI OTTICI: strumentazione (sorgenti, monocromatori, comparto campione, rivelatori e selettori di lunghezze d’onda) con particolare riferimento alla spettroscopia molecolare UV-Vis e atomica SPETTROSCOPIA ATOMICA: strumentazione per assorbimento, emissione e fluorescenza atomica. Assorbimento atomico: spettro del sodio, sorgenti, fenomeni di allargamento delle righe spettrali, effetto della temperatura, metodi di introduzione di campioni in soluzione e solidi, atomizzazione in fiamma e termoelettrica, descrizione e funzionamento dei due tipi di atomizzatori. Strumentazione per assorbimento atomico. SPETTROSCOPIA UV-VIS. spettroscopia di assorbimento: spettri di assorbimento, spettrofotometri a doppio raggio, a monoraggio e multicanale. Spettrofotometro per misure in riflessione su superficie e campioni solidi, la sfera integratrice. Determinazioni quantitative: legge di Lambert-Beer e sue deviazioni. Spettrofluorimetria: aspetti teorici e strumentazione. La correzione spettrale. Determinazioni quantitative. Colorimetria: aspetti teorici e strumentazione. Origine del colore. Colori sottrattivi e additivi. Il sistema RGB e CLMK. Tonalità, saturazione e luminosità, il modello CIELab. 5) I principi della cromatografia. Origini e definizioni. Classificazione dei metodi cromatografici in base allo stato di aggregazione della fase mobile e stazionaria, in base modalità fisica di contatto tra fase mobile e fase stazionaria e in base alle interazioni tra soluti e fase stazionaria. Cromatografia analitica e preparativa. Bande e picchi cromatografici. Il cromatogramma, il picco cromatografico e sua ampiezza di base, tempo di ritenzione e tempo di ritenzione corretto, tempo morto, velocità di migrazione media dei soluti e della fase mobile. Il coefficiente di ripartizione e sua relazione con la velocità di migrazione dei soluti. Coefficiente di ritenzione e sua relazione con la velocità di migrazione e con i tempi di ritenzione dei soluti. La teoria classica dei piatti teorici e l’efficienza cromatografica. Teoria cinetica delle velocità. L’equazione di Van Deemter. Risoluzione cromatografica. Ottimizzazione di un processo cromatografico. Gascromatografia: definizione e campo di applicazione, L’apparecchiatura, Il gas carrier, Iniettori: split/splitless, on-column e PTV, Le colonne gascromatografiche: impaccate e capillari. La cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC): campo di applicazione, Schema a blocchi, Solventi per cromatografia liquida, degasaggio, pompe HPLC isocratiche e a gradiente, iniettori manuali e automatici. Colonne HPLC: Tipi di fase stazionaria, Particle size, Particle shape, Porosità. Cromatografia ad esclusione, Detector per HPLC: UV Visibile, DAD, ELSD, MS. L’analisi chimica qualitativa e quantitativa con le tecniche cromatografiche: Calibrazione e fattore di risposta, Normalizzazione Interna, Standardizzazione Esterna, Metodo delle Aggiunte.

L'esame prevede una prova orale cioè una discussione orale della durata necessaria ad accertare il livello di conoscenza perseguito dallo studente sugli argomenti affrontati durante le lezioni frontali e sulle tecniche analitiche utilizzate durante le esperienze di laboratorio. Verrà verificata inoltre la capacità dello studente ad esporre i contenuti teorici con un linguaggio scientifico appropriato e il senso critico acquisito nell'affrontare problematiche di carattere applicativo analoghe a quelle che si potrebbero presentare in un laboratorio chimico di ricerca e/o di analisi. Gli studenti e le studentesse con disabilità e/o con DSA sono invitati/e a visitare la pagina dedicata agli strumenti e alle misure previste e a concordare preventivamente quanto necessario con il/la docente (https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

• Materiale didattico fornito dal docente. • Testi universitari di chimica analitica: - “CHIMICA ANALITICA” Sabbatini, Malitesta, Pastore. EdiSES - "CHIMICA ANALITICA QUANTITATIVA". Daniel C. Harris. ZANICHELLI

L’obiettivo principale del corso è la comprensione dei principi fondamentali della chimica analitica strumentale attraverso l’apprendimento di metodi analitici basati sull’utilizzo di tecniche spettroscopiche e cromatografiche. Saranno evidenziate le potenzialità ed i limiti delle metodologie analitiche trattate con esempi di applicazioni in diversi ambiti (ambientale, medico, alimentare, industriale). Verranno discussi metodi di elaborazione dei dati analitici ottenuti sperimentalmente.

Introduzione alla chimica analitica strumentale. Analisi degli errori e statistica. Validazione di un metodo analitico e cifre di merito. Calibrazione e metodi di calibrazione. Spettroscopia ottica. Spettroscopia atomica. Spettroscopia UV-Vis. Colorimetria. Cromatografia

Per una piena e agile comprensione dei contenuti del corso è importante avere delle buone basi di chimica generale.

Il corso è organizzato nel seguente modo: - lezioni frontali in aula su tutti gli argomenti affrontati durante il corso mediante presentazioni PowerPoint; - esercitazioni in aula sui principali argomenti affrontati; - esperienze di laboratorio dimostrative.

1) Definizione dei termini usati in chimica analitica (campione, matrice, analita, interferenza chimica, misura, analisi, differenza tra metodo, protocollo, tecnica e procedura analitici). Classificazione dei metodi analitici in classici e strumentali. 2) La scelta del metodo analitico- cifre di merito. Accuratezza e precisione. L’incertezza nella misura. Errore sistematico e casuale. Sensibilità. Limite di rivelabilità e di quantificazione. Intervallo dinamico e lineare. Selettività. Carte di controllo. 3) Metodi di Calibrazione. Standard primari, materiali di riferimento e materiali di riferimento certificati. Soluzioni standard e bianco. Retta di calibrazione mediante il metodo dei minimi quadrati. Deviazione standard della pendenza, dell’intercetta, della regressione e della concentrazione incognita di analita. Coefficiente di correlazione. Determinazione lod e loq da misure ripetute sul bianco, dalla retta di calibrazione e dal rapporto segnale/rumore. Calibrazione con standard esterno, interno e metodo delle aggiunte standard. 4) METODI SPETTROMETRICI: Introduzione. Proprietà ondulatorie e corpuscolari della radiazione elettromagnetica, interazione radiazione elettromagnetica e materia (riflessione, trasmissione, rifrazione, diffrazione, assorbimento, emissione), lo spettro elettromagnetico, Legge di lambert-beer. METODI SPETTROSCOPICI OTTICI: strumentazione (sorgenti, monocromatori, comparto campione, rivelatori e selettori di lunghezze d’onda) con particolare riferimento alla spettroscopia molecolare UV-Vis e atomica SPETTROSCOPIA ATOMICA: strumentazione per assorbimento, emissione e fluorescenza atomica. Assorbimento atomico: spettro del sodio, sorgenti, fenomeni di allargamento delle righe spettrali, effetto della temperatura, metodi di introduzione di campioni in soluzione e solidi, atomizzazione in fiamma e termoelettrica, descrizione e funzionamento dei due tipi di atomizzatori. Strumentazione per assorbimento atomico. SPETTROSCOPIA UV-VIS. spettroscopia di assorbimento: spettri di assorbimento, spettrofotometri a doppio raggio, a monoraggio e multicanale. Spettrofotometro per misure in riflessione su superficie e campioni solidi, la sfera integratrice. Determinazioni quantitative: legge di Lambert-Beer e sue deviazioni. Spettrofluorimetria: aspetti teorici e strumentazione. La correzione spettrale. Determinazioni quantitative. Colorimetria: aspetti teorici e strumentazione. Origine del colore. Colori sottrattivi e additivi. Il sistema RGB e CLMK. Tonalità, saturazione e luminosità, il modello CIELab. 5) I principi della cromatografia. Origini e definizioni. Classificazione dei metodi cromatografici in base allo stato di aggregazione della fase mobile e stazionaria, in base modalità fisica di contatto tra fase mobile e fase stazionaria e in base alle interazioni tra soluti e fase stazionaria. Cromatografia analitica e preparativa. Bande e picchi cromatografici. Il cromatogramma, il picco cromatografico e sua ampiezza di base, tempo di ritenzione e tempo di ritenzione corretto, tempo morto, velocità di migrazione media dei soluti e della fase mobile. Il coefficiente di ripartizione e sua relazione con la velocità di migrazione dei soluti. Coefficiente di ritenzione e sua relazione con la velocità di migrazione e con i tempi di ritenzione dei soluti. La teoria classica dei piatti teorici e l’efficienza cromatografica. Teoria cinetica delle velocità. L’equazione di Van Deemter. Risoluzione cromatografica. Ottimizzazione di un processo cromatografico. Gascromatografia: definizione e campo di applicazione, L’apparecchiatura, Il gas carrier, Iniettori: split/splitless, on-column e PTV, Le colonne gascromatografiche: impaccate e capillari. La cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC): campo di applicazione, Schema a blocchi, Solventi per cromatografia liquida, degasaggio, pompe HPLC isocratiche e a gradiente, iniettori manuali e automatici. Colonne HPLC: Tipi di fase stazionaria, Particle size, Particle shape, Porosità. Cromatografia ad esclusione, Detector per HPLC: UV Visibile, DAD, ELSD, MS. L’analisi chimica qualitativa e quantitativa con le tecniche cromatografiche: Calibrazione e fattore di risposta, Normalizzazione Interna, Standardizzazione Esterna, Metodo delle Aggiunte.

L'esame prevede una prova orale cioè una discussione orale della durata necessaria ad accertare il livello di conoscenza perseguito dallo studente sugli argomenti affrontati durante le lezioni frontali e sulle tecniche analitiche utilizzate durante le esperienze di laboratorio. Verrà verificata inoltre la capacità dello studente ad esporre i contenuti teorici con un linguaggio scientifico appropriato e il senso critico acquisito nell'affrontare problematiche di carattere applicativo analoghe a quelle che si potrebbero presentare in un laboratorio chimico di ricerca e/o di analisi. Gli studenti e le studentesse con disabilità e/o con DSA sono invitati/e a visitare la pagina dedicata agli strumenti e alle misure previste e a concordare preventivamente quanto necessario con il/la docente (https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

• Materiale didattico fornito dal docente. • Testi universitari di chimica analitica: - “CHIMICA ANALITICA” Sabbatini, Malitesta, Pastore. EdiSES - "CHIMICA ANALITICA QUANTITATIVA". Daniel C. Harris. ZANICHELLI

L’obiettivo principale del corso è la comprensione dei principi fondamentali della chimica analitica strumentale attraverso l’apprendimento di metodi analitici basati sull’utilizzo di tecniche spettroscopiche e cromatografiche. Saranno evidenziate le potenzialità ed i limiti delle metodologie analitiche trattate con esempi di applicazioni in diversi ambiti (ambientale, medico, alimentare, industriale). Verranno discussi metodi di elaborazione dei dati analitici ottenuti sperimentalmente.

Introduzione alla chimica analitica strumentale. Analisi degli errori e statistica. Validazione di un metodo analitico e cifre di merito. Calibrazione e metodi di calibrazione. Spettroscopia ottica. Spettroscopia atomica. Spettroscopia UV-Vis. Colorimetria. Cromatografia

Per una piena e agile comprensione dei contenuti del corso è importante avere delle buone basi di chimica generale.

Il corso è organizzato nel seguente modo: - lezioni frontali in aula su tutti gli argomenti affrontati durante il corso mediante presentazioni PowerPoint; - esercitazioni in aula sui principali argomenti affrontati; - esperienze di laboratorio dimostrative.

1) Definizione dei termini usati in chimica analitica (campione, matrice, analita, interferenza chimica, misura, analisi, differenza tra metodo, protocollo, tecnica e procedura analitici). Classificazione dei metodi analitici in classici e strumentali. 2) La scelta del metodo analitico- cifre di merito. Accuratezza e precisione. L’incertezza nella misura. Errore sistematico e casuale. Sensibilità. Limite di rivelabilità e di quantificazione. Intervallo dinamico e lineare. Selettività. Carte di controllo. 3) Metodi di Calibrazione. Standard primari, materiali di riferimento e materiali di riferimento certificati. Soluzioni standard e bianco. Retta di calibrazione mediante il metodo dei minimi quadrati. Deviazione standard della pendenza, dell’intercetta, della regressione e della concentrazione incognita di analita. Coefficiente di correlazione. Determinazione lod e loq da misure ripetute sul bianco, dalla retta di calibrazione e dal rapporto segnale/rumore. Calibrazione con standard esterno, interno e metodo delle aggiunte standard. 4) METODI SPETTROMETRICI: Introduzione. Proprietà ondulatorie e corpuscolari della radiazione elettromagnetica, interazione radiazione elettromagnetica e materia (riflessione, trasmissione, rifrazione, diffrazione, assorbimento, emissione), lo spettro elettromagnetico, Legge di lambert-beer. METODI SPETTROSCOPICI OTTICI: strumentazione (sorgenti, monocromatori, comparto campione, rivelatori e selettori di lunghezze d’onda) con particolare riferimento alla spettroscopia molecolare UV-Vis e atomica SPETTROSCOPIA ATOMICA: strumentazione per assorbimento, emissione e fluorescenza atomica. Assorbimento atomico: spettro del sodio, sorgenti, fenomeni di allargamento delle righe spettrali, effetto della temperatura, metodi di introduzione di campioni in soluzione e solidi, atomizzazione in fiamma e termoelettrica, descrizione e funzionamento dei due tipi di atomizzatori. Strumentazione per assorbimento atomico. SPETTROSCOPIA UV-VIS. spettroscopia di assorbimento: spettri di assorbimento, spettrofotometri a doppio raggio, a monoraggio e multicanale. Spettrofotometro per misure in riflessione su superficie e campioni solidi, la sfera integratrice. Determinazioni quantitative: legge di Lambert-Beer e sue deviazioni. Spettrofluorimetria: aspetti teorici e strumentazione. La correzione spettrale. Determinazioni quantitative. Colorimetria: aspetti teorici e strumentazione. Origine del colore. Colori sottrattivi e additivi. Il sistema RGB e CLMK. Tonalità, saturazione e luminosità, il modello CIELab. 5) I principi della cromatografia. Origini e definizioni. Classificazione dei metodi cromatografici in base allo stato di aggregazione della fase mobile e stazionaria, in base modalità fisica di contatto tra fase mobile e fase stazionaria e in base alle interazioni tra soluti e fase stazionaria. Cromatografia analitica e preparativa. Bande e picchi cromatografici. Il cromatogramma, il picco cromatografico e sua ampiezza di base, tempo di ritenzione e tempo di ritenzione corretto, tempo morto, velocità di migrazione media dei soluti e della fase mobile. Il coefficiente di ripartizione e sua relazione con la velocità di migrazione dei soluti. Coefficiente di ritenzione e sua relazione con la velocità di migrazione e con i tempi di ritenzione dei soluti. La teoria classica dei piatti teorici e l’efficienza cromatografica. Teoria cinetica delle velocità. L’equazione di Van Deemter. Risoluzione cromatografica. Ottimizzazione di un processo cromatografico. Gascromatografia: definizione e campo di applicazione, L’apparecchiatura, Il gas carrier, Iniettori: split/splitless, on-column e PTV, Le colonne gascromatografiche: impaccate e capillari. La cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC): campo di applicazione, Schema a blocchi, Solventi per cromatografia liquida, degasaggio, pompe HPLC isocratiche e a gradiente, iniettori manuali e automatici. Colonne HPLC: Tipi di fase stazionaria, Particle size, Particle shape, Porosità. Cromatografia ad esclusione, Detector per HPLC: UV Visibile, DAD, ELSD, MS. L’analisi chimica qualitativa e quantitativa con le tecniche cromatografiche: Calibrazione e fattore di risposta, Normalizzazione Interna, Standardizzazione Esterna, Metodo delle Aggiunte.

L'esame prevede una prova orale cioè una discussione orale della durata necessaria ad accertare il livello di conoscenza perseguito dallo studente sugli argomenti affrontati durante le lezioni frontali e sulle tecniche analitiche utilizzate durante le esperienze di laboratorio. Verrà verificata inoltre la capacità dello studente ad esporre i contenuti teorici con un linguaggio scientifico appropriato e il senso critico acquisito nell'affrontare problematiche di carattere applicativo analoghe a quelle che si potrebbero presentare in un laboratorio chimico di ricerca e/o di analisi. Gli studenti e le studentesse con disabilità e/o con DSA sono invitati/e a visitare la pagina dedicata agli strumenti e alle misure previste e a concordare preventivamente quanto necessario con il/la docente (https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

• Materiale didattico fornito dal docente. • Testi universitari di chimica analitica: - “CHIMICA ANALITICA” Sabbatini, Malitesta, Pastore. EdiSES - "CHIMICA ANALITICA QUANTITATIVA". Daniel C. Harris. ZANICHELLI

L'obiettivo formativo del corso è l'acquisizione di strumenti metodologici utili al rilevamento e all’interpretazione di dati ecologici, ai fini della comprensione delle dinamiche ecosistemiche di scala locale e globale

Le origini della complessità dei sistemi ecologici Panoramica sulle tipologie di dati ecologici e metodi di rilevamento Statistica ecologica Analisi della Biodiversità Valutazione di stato ecologico Lo sviluppo del programma prevede l’analisi di casi di studio reali e l’utilizzo di software di analisi statistica

Lezione Frontale e analisi casi di studio partecipati con utilizzo di software di analisi statistica

Le origini della complessità dei sistemi ecologici Panoramica sulle tipologie di dati ecologici e metodi di rilevamento: - Variabili continue, discrete, categoriali - Dati di campo e da telerilevamento - Dati ambientali - Dati di composizione in specie e abbondanze specifiche Statistica ecologica: - Campionamento: disegno sperimentale e rappresentatività - Statistica univariata: distribuzioni Chi-Quadro, Poisson, Normale, t di Student - test di omogeneità - Statistica bivariata:relazioni, correlazioni e regressioni - test di significatività - Statistica multivariata: Analisi di raggruppamento, test multivariati - Metodologie geostatistiche Biodiversità: - Stima della ricchezza di specie - indici di diversità - indici di similarità - diversità gerarchica Valutazione di stato ecologico: Indici di qualità ecologica Lo sviluppo del programma prevede l’analisi di casi di studio reali e l’utilizzo di software di analisi statistica

Presentazione di un'analisi di un caso di studio concordato con il docente

Krebs, C.J. 1999. Ecological Methodology, 2nd ed. Addison-Wesley Educational Publishers, Inc. Krebs, C.J. 2014. Ecological Methodology 3rd ed. L. Soliani, 2008. Statistica Applicata 2008, UNINOVA Ed. L. Soliani, 2003. Statistica Applicata alla Ricerca Biologica e Ambientale, UNINOVA Ed. Obiettivi formativi

L’obbiettivo principale dell’insegnamento consiste nel fornire agli studenti i principi teorici necessari per comprendere le applicazioni e le problematicheche stanno alla base delle metodiche maggiormente utilizzate in Biochimica Clinica e Biologia Molecolare Clinica. CONOSCENZE e CAPACITA’ DI COMPRENSIONE Lo studente dovrà dimostrare una adeguata conoscenza di: - capacità di interpretazione del dato di laboratorio clinico - significato e limiti del dato di laboratorio clinico; - principi di raccolta, conservazione e trasporto dei campioni biologici; CAPACITÀ DI APPLICARE CONOSCENZA E COMPRENSIONE Alla fine del corso, lo studente dovrà aver sviluppato le seguenti abilità: - utilizzare i più semplici strumenti analitici applicando la conoscenza dei principi alla base delle comuni tecniche utilizzate in Biochimica Clinica - scegliere il test di laboratorio in base alla sua qualità analitica. AUTONOMIA DI GIUDIZIO Lo studente dovrà essere in grado di: - Comunicare chiaramente e collaborare con i servizi di riferimento e diagnostici; - interpretare e comprendere i limiti dei risultati di laborarorio. ABILITA’ COMUNICATIVE Al termine del corso lo studente dovrà essere in grado di organizzare ed esporre le conoscenze acquisite supportandole con rigore argomentativo, completezza, proprietà di linguaggio, e capacità di collegamento con altri contesti sia in forma scritta che orale. CAPACITÀ DI APPRENDIMENTO Al termine del corso lo studente dovrà essere in grado di: - saper integrare e gestire in modo autonomo le conoscenze acquisite con informazioni derivate da testi scientifici o risorse bibliografiche e di impiegare quanto appreso anche in contesti diversi, compresa la ricerca; - possedere una padronanza della materia tale da poter comprendere i contenuti di insegnamenti quali la diagnostica di laboratorio, la clinica medica, la terapia medica

Nozioni necessarie per comprendere il processo di produzione del dato di laboratorio in ambito biomedico sia umano che veterinario e per la sua interpretazione critica. Concetti di base su variabilità analitica e variabilità biologica, normalizzazione della fase preanalitica, valori di riferimento e controllo di qualità. Concetti di base delle tecniche maggiormente utilizzate. Point-of-Care test. Paramentri biochimici marcatori di funzione e di lesione di tessuto e di organo con particolare riferimento all'omeostasi glucidica e lipidica, all’equilibrio acido-base e idro-elettrolitico, ai test di funzionalità dinamica; biochimica clinica delle encefalopatie spongiformi trasmissibili.

Per comprendere gli argomenti trattati, lo studente deve possedere conoscenze indispensabili di Biochimica, Biologia Cellulare, Genetica e di Fisiologia. Inoltre, per comprendere le descrizioni di alcuni metodi di dosaggio di marker biochimici, è necessario che lo studente conosca i principi delle più comuni tecniche di laboratorio

Lezioni teoriche frontali che tratteranno tutti gli argomenti previsti dal programma del corso

• Introduzione al Total Testing Process e alla medicina di laboratorio basata sull’evidenza - Concetti di base sull'attendibilità analitica: precisione, esattezza, sensibilità e specificità analitica, la gestione della qualità: controllo di qualità interno. Valore predittivo e livelli decisionali. - Grandezze e unità di misura in biochimica clinica, fonti di variabilità preanalitica, valori di riferimento e variabilità biologica. - Principi e tecniche di raccolta, processazione e conservazione dei campioni biologici. - Point-of-Care testing. Chimica allo stato secco: principi e sua utilizzazione nell'esame delle urine e nel monitoraggio ambulatoriale della glicemia. I kit lateral-flow - Enzimologia clinica. - Paramentri biochimici marcatori di funzione e di lesione di tessuto o di organo con particolare riferimento a: disturbi del metabolismo idro-elettrolitico e acido-base (emogasanalisi); marcatori di danno miocardico; marcatori di funzionalità epatica; proteine della fase acuta; lipoproteine; diabete mellito e test dinamici di funzionalità del pancreas endocrino; metabolismo dell'eme e ittero; prove di emocoagulazione. Encefalopatie spongiformi trasmissibili. Biochimica clinica dell’esercizio fisico

L'acquisizione dei CFU relativi al corso avverrà con il superamento di un esame unico conclusivo. Consistente in una prova orale di durata variabile dai 15 ai 45 minuti. L'esito verrà espresso in trentesimi. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

G. Federici - MEDICINA DI LABORATORIO - McGraw-Hill A. Gaw, M.J. Murphy, R.A. Cowan - Biochimica clinica – Elsevier Altri testi di riferimento verranno comunicati dal docente all'inizio del corso Il materiale utilizzato dal docente a lezione sarà disponibile sulla piattaforma di e-learning ufficiale dell'Università (Unistudium)

Buona conoscenza dei meccanismi complessi che permettono all'organismo umano di utilizzare l'energia dei nutrienti per mantenere l'alto grado d'ordine che contraddistingue la materia vivente.

La composizione del corpo umano. Il dispendio energetico. La regolazione metabolica del ciclo nutrizione-digiuno. Il diabete. La regolazione metabolica del bilancio energetico. L'etanolo. Le vitamine e i minerali. Le allergie e le intolleranze alimentari.

Conoscenze di base di Biochimica.

Lezioni in aula.

La composizione del corpo umano.Le tecniche utilizzate per valutare la massa corporea lipidica e alipidica. La calorimetria diretta e indiretta. La regolazione del bilancio energetico. Il valore energetico dei nutrienti e i fabbisogni energetici. I componenti del dispendio energetico. Le proprietà biomolecolari e farmacologichedei nutrienti: i nutrienti come se fossero ormoni oppure farmaci, i non nutrienti, gli anti-nutrienti. I nutrienti essenziali: i depositi e le riserve. L'introduzione ai carboidrati: gli aspetti generali, la digestione. Il trasporto del glucosio nelle cellule. L'assorbimentodel fruttosio e del glucosio. L'indice glicemico. Le molteplici funzioni delle proteine. Le considerazioninutrizionali sugli amminoacidi. La qualità proteica e la sua valutazione. Il bisogno di proteine e il bilancio di azoto. La malnutrizione.La digestione delle proteine. Il metabolismo degli amminoacidi e delle proteine con le sue patologie. Gli ormoni che regolano la glicemia. Il diabete mellito. I lipidi: molecole polifunzionali. La digestione e il trasporto tramite le lipoproteine. Il malassorbimento dei lipidi. L'obesità e la regolazione del bilancio energetico. I sensori per il controllo dell'appetito: la grelina, l'insulina, il petide YY, la colecistochininaLa leptina. La regolazione metabolica del ciclo nutrizione e digiuno. Il valore nutrizionale delle bevande alcoliche e nervine. Gli effetti nutrizionali e sistemici dell'utilizzo dell'etanolo. Le vitamine:liposolubili (A, D, E, K) e idrosolubili (C e il Gruppo B). I minerali (calcio, fosforo, sodio, potassio, magnesio, ferro, rame, iodio). Le allergie e le intolleranze alimentari.

Esame orale sugli argomenti del corso.

Ferrier D.R., Le basi della biochimica, Casa Editrice Zanichelli. Leuzzi, U., Bellocco E., Barreca D., Biochimica della nutrizione, Casa Editrice Zanichelli. Arienti G., Le basi molecolari della nutrizione, Casa Editrice Piccin.

Fornire agli studenti le conoscenze dei meccanismi molecolari alla base della regolazione epigenetica nonchè del ruolo fondamentale di microRNA, long-noncoding RNA nei meccanismi di controllo delle funzioni biologiche. Renderli capaci di collegare la struttura e funzione delle molecolare con i meccanismi biologici complessi (e.g. specificazione cellulare;differenziamento cellulare a partire da cellule staminali). Fornire loro le conoscenze di base sugli strumenti sperimentali che rendono possibile i moderni avanzamenti della ricerca scientifica

Meccanismi di regolazione dell’espressione genica. Importanza e significato biologico dei meccanismi molecolari alla base della biologia animale e vegetale. Meccanismi molecolari alla base della biologia delle cellule staminali.

Conoscenze di Biologia Molecolare di base, Biochimica e chimica generale. Sono necessarie anche onoscenze di Biologia Cellulare

Lezioni frontali in aula con proiezioni di diapositive e filmati. Alcune lezioni saranno dedicate all'approfondimento di tematiche innovative anche proposte dagli studenti, con il coinvolgimento degli studenti stessi. Lezioni pratiche (1CFU) saranno tenute in laboratorio verteranno su metodologie di base come trasfezione di acidi nucleici su cellule ospiti e analisi tramite immunofluorenza delle proteine ricombinati prodotte con la tecnica precedente

Epigenetica e Epitrascrittomica; regolazione dell'espressione genica; meccanismi molecolari della repressione e attivazione genica; MicroRNA; long non-coding-RNA ; CE-RNA. Meccanismo molecolare della riprogrammazione genica. Cellule staminali e meccanismi di regolazione. Cellule staminali Pluripotenti Indotte. Applicazioni terapeutiche delle cellule staminali. Terapia genica. Sistema molecolare CRISPR. Meccanismo molecolare del ciclo cellulare. Apoptosi. Meccanismo molecolare dell'invecchiamento. Interazioni fra macromolecole: meccanismi e significato biologico Meccanismi molecolari di base come substrato per le applicazioni biologiche nei vari settori (salute, ambiente, industria).

Esame orale Le domande di esame verteranno su tutto il programma. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

MATERIALE DIDATTICO FORNITO DAL DOCENTE LEWIN Benjamin IL GENE X Harvey Lodish, Arnold Berk, Chris A. Kaiser, Monthy Krieger, Matthew P. Scott, Antony Bretscher, Hidde Ploegh, Paul Matsudaira BIOLOGIA MOLECOLARE DELLA CELLULA James D. Watson, Tania A. Baker, Stephen P. Bell, Alexander Gann, Michael Levine, Richard Losick BIOLOGIA MOLECOLARE DEL GENE. Settima edizione Helen Kreuzer, Adrianne Massey BIOLOGIA MOLECOLARE E BIOTECNOLOGIE

Fornire agli studenti le conoscenze dei meccanismi molecolari alla base della regolazione epigenetica nonchè del ruolo fondamentale di microRNA, long-noncoding RNA nei meccanismi di controllo delle funzioni biologiche. Renderli capaci di collegare la struttura e funzione delle molecolare con i meccanismi biologici complessi (e.g. specificazione cellulare;differenziamento cellulare a partire da cellule staminali). Fornire loro le conoscenze di base sugli strumenti sperimentali che rendono possibile i moderni avanzamenti della ricerca scientifica

Meccanismi di regolazione dell’espressione genica. Importanza e significato biologico dei meccanismi molecolari alla base della biologia animale e vegetale. Meccanismi molecolari alla base della biologia delle cellule staminali.

Conoscenze di Biologia Molecolare di base, Biochimica e chimica generale. Sono necessarie anche onoscenze di Biologia Cellulare

Lezioni frontali in aula con proiezioni di diapositive e filmati. Alcune lezioni saranno dedicate all'approfondimento di tematiche innovative anche proposte dagli studenti, con il coinvolgimento degli studenti stessi. Lezioni pratiche (1CFU) saranno tenute in laboratorio verteranno su metodologie di base come trasfezione di acidi nucleici su cellule ospiti e analisi tramite immunofluorenza delle proteine ricombinati prodotte con la tecnica precedente

Epigenetica e Epitrascrittomica; regolazione dell'espressione genica; meccanismi molecolari della repressione e attivazione genica; MicroRNA; long non-coding-RNA ; CE-RNA. Meccanismo molecolare della riprogrammazione genica. Cellule staminali e meccanismi di regolazione. Cellule staminali Pluripotenti Indotte. Applicazioni terapeutiche delle cellule staminali. Terapia genica. Sistema molecolare CRISPR. Meccanismo molecolare del ciclo cellulare. Apoptosi. Meccanismo molecolare dell'invecchiamento. Interazioni fra macromolecole: meccanismi e significato biologico Meccanismi molecolari di base come substrato per le applicazioni biologiche nei vari settori (salute, ambiente, industria).

Esame orale Le domande di esame verteranno su tutto il programma. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

MATERIALE DIDATTICO FORNITO DAL DOCENTE LEWIN Benjamin IL GENE X Harvey Lodish, Arnold Berk, Chris A. Kaiser, Monthy Krieger, Matthew P. Scott, Antony Bretscher, Hidde Ploegh, Paul Matsudaira BIOLOGIA MOLECOLARE DELLA CELLULA James D. Watson, Tania A. Baker, Stephen P. Bell, Alexander Gann, Michael Levine, Richard Losick BIOLOGIA MOLECOLARE DEL GENE. Settima edizione Helen Kreuzer, Adrianne Massey BIOLOGIA MOLECOLARE E BIOTECNOLOGIE

Lo scopo del corso è quello di introdurre gli studenti al valore e al potenziale della biologia computazionale, delle analisi quantitative e qualitative dei dati biologici, e fornire loro i concetti e le metodologie bioinformatiche necessarie per le analisi dei dati anche Big Data, la predizione di strutture tridimensionali delle proteine, interazioni proteina-proteina, proteina-RNA.

Biologia computazionale per: (i) lo studio quantitativo e qualitativo dei dati (ii) lo studio di correlazione fra sequenza e struttura/funzione delle proteine (iii) applicazioni della bioinformatica alle biotecnologie molecolari e industriali.

Conoscenze di Biochimica, Biologia Molecolare, Chimica generale, Biologia Cellulare.

Lezioni frontali in aula di bioinformatica, con proiezioni di diapositive e lezioni interattive con computer per ogni studente. Verteranno su metodologie di base per: l’analisi dei dati, approcci di machine learning e studi di biologia strutturale di DNA e proteine.

Bioinformatica: caratteristiche generali. Dati e Database: archiviazione e principali sistemi di interrogazione. Principi di programmazione: Python. Come usare R per un'efficace analisi dei dati. Data science e Data Mining: panoramica sui dati, sulle domande e strumenti con cui lavora un data scientist. Database processing e data cleaning. Analisi esplorativa dei dati. Approcci di Machine Learning e principali algoritmi (KNN, Alberi decisionali, Random Forest, Reti neurali). Applicazioni della bioinformatica alle biotecnologie molecolari e industriali: Analisi di sequenze genomiche e sequenze amminoacidiche. Ricerca di pattern all’interno di una sequenza (nucleotidica, proteica). Proteine e loro evoluzione. Ricerche di similarità in banche dati. Predizione della struttura tridimensionale di una proteina- AlfaFold. Tecniche computazionali e di visualizzazione per la bioinformatica strutturale.

Esame scritto. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Fondamenti di bioinformatica. Manuela Helmer, Citterich,Fabrizio Ferrè, Giulio Pavesi. Zanichelli Bioinformatica. Stefano Pascarella, Alessandro Paiardini. Zanichelli MATERIALE DIDATTICO FORNITO DAL DOCENTE Materiale elettronico da banche dati (https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/; https://www.uniprot.org/blast/; https://scholar.google.com/)

Al termine del corso, lo studente avrà acquisito conoscenze e competenze nei seguenti ambiti: Etnobotanica: comprensione del valore scientifico e culturale delle tradizioni legate all’uso delle piante in ambito medicinale, alimentare, cosmetico e veterinario, con riferimento ai contesti storici e socio-culturali del bacino mediterraneo; Piante e salute: conoscenza delle principali specie vegetali e delle sostanze naturali di interesse per l’alimentazione e il benessere umano, incluse le potenzialità nutraceutiche; Piante e ambiente: capacità di interpretare il ruolo delle piante come bioindicatori della qualità ambientale, con attenzione alla produzione e dispersione di materiale biologico aerodisperso (pollini, spore); Fitotecnologie e biorisanamento: nozioni di base sull’impiego delle piante in tecnologie ambientali innovative, come il biorisanamento di suoli e acque contaminate; Competenze di laboratorio: acquisizione di tecniche pratiche relative alla coltura in vitro per la conservazione del germoplasma vegetale, alla preparazione di estratti vegetali e alla conduzione di saggi per la valutazione delle attività antiossidante, antimicrobica e allelopatica in vitro.

Il corso è articolato in quattro moduli tematici che affrontano l’impiego applicato delle piante e dei funghi in relazione alla salute, all’alimentazione e alla sostenibilità ambientale: Modulo 1 – Etnobotanica Introduzione ai principi e ai metodi dell’etnobotanica. Analisi degli usi tradizionali delle piante spontanee nel contesto culturale del Mediterraneo, con particolare riferimento alle conoscenze popolari e al patrimonio bio-culturale. Modulo 2 – Salute e Protezione Studio delle principali specie vegetali e fungine di interesse medicinale. Approfondimento sui principi attivi di origine naturale e sul loro impiego terapeutico. Introduzione all’aerobiologia: identificazione e rilevanza sanitaria dei principali bioallergeni aerodispersi, tra cui pollini e spore fungine. Modulo 3 – Vegetali e Nutrizione Analisi degli usi alimentari di piante e funghi, sia nella tradizione che nella dieta contemporanea. Esplorazione del potenziale nutraceutico della flora spontanea e delle nuove frontiere della nutrizione vegetale funzionale. Modulo 4 – Ambiente Produzione, raccolta e utilizzo sostenibile di piante officinali, sia spontanee che coltivate. Tecniche di conservazione della biodiversità vegetale e fungina, con cenni alle pratiche di conservazione in situ ed ex situ.

Una preparazione preliminare in botanica generale e biodiversità vegetale è necessaria per una piena comprensione dei contenuti del corso.

Il corso prevede un totale di 32 ore di lezioni frontali in aula, dedicate agli argomenti trattati nel programma, e 10 ore di attività teorico-pratiche in laboratorio. Le esercitazioni sono finalizzate a: il riconoscimento microscopico dei principali pollini e spore fungine responsabili di allergie; l’apprendimento delle tecniche di coltura in vitro per la conservazione del germoplasma vegetale; la preparazione di diverse tipologie di estratti vegetali e l’esecuzione di saggi per la valutazione delle attività antiossidante, antimicrobica e allelopatica in vitro.

Il corso è suddiviso in quattro moduli tematici, che affrontano in modo integrato gli aspetti culturali, scientifici e applicativi delle piante e dei funghi nei contesti della salute, dell'alimentazione e dell'ambiente. Modulo 1 – Etnobotanica (9 ore) Introduzione alla disciplina: fonti e metodi della ricerca etnobotanica; studio di manoscritti, codici e erbari; identificazione delle piante nei testi storici; contributo degli studi archeobotanici. Nomenclatura tradizionale: analisi dei nomi dialettali e delle radici linguistiche. Usi tradizionali delle piante spontanee nel Mediterraneo, con attenzione a specie di interesse medicinale, cosmetico, veterinario e alimentare. Problematiche nell’uso tradizionale delle piante: fitotossicità, fitovigilanza, interazione con farmaci. L’etnobotanica come strumento di conservazione integrata del patrimonio naturale e culturale: orti e giardini botanici, ecomusei, musei etnobotanici e parchi archeobotanici come luoghi di educazione ambientale. Modulo 2 – Salute e Protezione (12 ore) Piante e funghi medicinali: principali specie contenenti composti attivi, con focus su morfologia, citologia e anatomia delle parti vegetali interessate. Metaboliti secondari: terpenoidi, alcaloidi, fenoli e glicosidi – funzioni ecologiche e benefici per l’uomo. Composti naturali con attività antitumorale, antimicrobica e antiossidante. Attività di laboratorio: preparazione e sperimentazione di estratti vegetali per test di attività antimicrobica e antiossidante. Aerobiologia: studio dei principali bioallergeni aerodispersi (pollini e spore fungine); riconoscimento microscopico delle specie allergeniche; meccanismi evolutivi dell’impollinazione e dell’autoincompatibilità come strumenti di mantenimento della biodiversità. Modulo 3 – Vegetali e Nutrizione (12 ore) Composizione chimica delle piante alimentari. Studio delle principali categorie: Poaceae e pseudocereali, Fabaceae, piante feculifere, saccarifere, oleaginose, nervine, aromatiche e da spezie. Piante utilizzate nella produzione di additivi alimentari e OGM vegetali. Ruolo di alghe e funghi nell’alimentazione umana. Introduzione alla nutraceutica: potenzialità salutistiche delle piante alimentari e loro impatto sulla prevenzione delle malattie. Modulo 4 – Ambiente (9 ore) Produzione e impiego sostenibile di piante officinali, spontanee e coltivate. Normative e buone pratiche per la raccolta delle specie spontanee. Strategie di conservazione della biodiversità vegetale e fungina: conservazione in situ ed ex situ, compilazione di checklist e red list. Tecniche di colture in vitro per la conservazione del germoplasma (con attività laboratoriale). Introduzione al fito- e micorisanamento come strumenti di depurazione naturale. Usi tradizionali e innovativi di piante e funghi tintori. Approfondimento sull’allelopatia: meccanismi di interazione tra piante nel contesto della competizione ecologica.

L’esame finale consiste in una prova orale, volta a verificare la comprensione, la rielaborazione critica e l’integrazione dei contenuti trattati durante il corso.

Caneva G., Pieroni A., Guarrera P.M. 2013. Etnobotanica - Conservazione di un patrimonio culturale come risorsa per uno sviluppo sostenibile. EDIPUGLIA, Bari. - Maugini E., Maleci Bini L., Mariotti Lippi M. 2014. Botanica farmaceutica. Piccin-Nuova Libraria. - Rinallo C. 2018. Piante alimentari. Biologia, composizione chimica, utilizzo. Piccin Editore. - Sanità di Toppi L., Bruno L, Bruni R., Ligrone R., Ferrarese A., Paoli L., Lingua G. 2018. Interazioni Piante-Ambiente. Piccin Editore, Padova.

Al termine del corso, lo studente avrà acquisito conoscenze e competenze nei seguenti ambiti: Etnobotanica: comprensione del valore scientifico e culturale delle tradizioni legate all’uso delle piante in ambito medicinale, alimentare, cosmetico e veterinario, con riferimento ai contesti storici e socio-culturali del bacino mediterraneo; Piante e salute: conoscenza delle principali specie vegetali e delle sostanze naturali di interesse per l’alimentazione e il benessere umano, incluse le potenzialità nutraceutiche; Piante e ambiente: capacità di interpretare il ruolo delle piante come bioindicatori della qualità ambientale, con attenzione alla produzione e dispersione di materiale biologico aerodisperso (pollini, spore); Fitotecnologie e biorisanamento: nozioni di base sull’impiego delle piante in tecnologie ambientali innovative, come il biorisanamento di suoli e acque contaminate; Competenze di laboratorio: acquisizione di tecniche pratiche relative alla coltura in vitro per la conservazione del germoplasma vegetale, alla preparazione di estratti vegetali e alla conduzione di saggi per la valutazione delle attività antiossidante, antimicrobica e allelopatica in vitro.

Il corso è articolato in quattro moduli tematici che affrontano l’impiego applicato delle piante e dei funghi in relazione alla salute, all’alimentazione e alla sostenibilità ambientale: Modulo 1 – Etnobotanica Introduzione ai principi e ai metodi dell’etnobotanica. Analisi degli usi tradizionali delle piante spontanee nel contesto culturale del Mediterraneo, con particolare riferimento alle conoscenze popolari e al patrimonio bio-culturale. Modulo 2 – Salute e Protezione Studio delle principali specie vegetali e fungine di interesse medicinale. Approfondimento sui principi attivi di origine naturale e sul loro impiego terapeutico. Introduzione all’aerobiologia: identificazione e rilevanza sanitaria dei principali bioallergeni aerodispersi, tra cui pollini e spore fungine. Modulo 3 – Vegetali e Nutrizione Analisi degli usi alimentari di piante e funghi, sia nella tradizione che nella dieta contemporanea. Esplorazione del potenziale nutraceutico della flora spontanea e delle nuove frontiere della nutrizione vegetale funzionale. Modulo 4 – Ambiente Produzione, raccolta e utilizzo sostenibile di piante officinali, sia spontanee che coltivate. Tecniche di conservazione della biodiversità vegetale e fungina, con cenni alle pratiche di conservazione in situ ed ex situ.

Una preparazione preliminare in botanica generale e biodiversità vegetale è necessaria per una piena comprensione dei contenuti del corso.

Il corso prevede un totale di 32 ore di lezioni frontali in aula, dedicate agli argomenti trattati nel programma, e 10 ore di attività teorico-pratiche in laboratorio. Le esercitazioni sono finalizzate a: il riconoscimento microscopico dei principali pollini e spore fungine responsabili di allergie; l’apprendimento delle tecniche di coltura in vitro per la conservazione del germoplasma vegetale; la preparazione di diverse tipologie di estratti vegetali e l’esecuzione di saggi per la valutazione delle attività antiossidante, antimicrobica e allelopatica in vitro.

Il corso è suddiviso in quattro moduli tematici, che affrontano in modo integrato gli aspetti culturali, scientifici e applicativi delle piante e dei funghi nei contesti della salute, dell'alimentazione e dell'ambiente. Modulo 1 – Etnobotanica (9 ore) Introduzione alla disciplina: fonti e metodi della ricerca etnobotanica; studio di manoscritti, codici e erbari; identificazione delle piante nei testi storici; contributo degli studi archeobotanici. Nomenclatura tradizionale: analisi dei nomi dialettali e delle radici linguistiche. Usi tradizionali delle piante spontanee nel Mediterraneo, con attenzione a specie di interesse medicinale, cosmetico, veterinario e alimentare. Problematiche nell’uso tradizionale delle piante: fitotossicità, fitovigilanza, interazione con farmaci. L’etnobotanica come strumento di conservazione integrata del patrimonio naturale e culturale: orti e giardini botanici, ecomusei, musei etnobotanici e parchi archeobotanici come luoghi di educazione ambientale. Modulo 2 – Salute e Protezione (12 ore) Piante e funghi medicinali: principali specie contenenti composti attivi, con focus su morfologia, citologia e anatomia delle parti vegetali interessate. Metaboliti secondari: terpenoidi, alcaloidi, fenoli e glicosidi – funzioni ecologiche e benefici per l’uomo. Composti naturali con attività antitumorale, antimicrobica e antiossidante. Attività di laboratorio: preparazione e sperimentazione di estratti vegetali per test di attività antimicrobica e antiossidante. Aerobiologia: studio dei principali bioallergeni aerodispersi (pollini e spore fungine); riconoscimento microscopico delle specie allergeniche; meccanismi evolutivi dell’impollinazione e dell’autoincompatibilità come strumenti di mantenimento della biodiversità. Modulo 3 – Vegetali e Nutrizione (12 ore) Composizione chimica delle piante alimentari. Studio delle principali categorie: Poaceae e pseudocereali, Fabaceae, piante feculifere, saccarifere, oleaginose, nervine, aromatiche e da spezie. Piante utilizzate nella produzione di additivi alimentari e OGM vegetali. Ruolo di alghe e funghi nell’alimentazione umana. Introduzione alla nutraceutica: potenzialità salutistiche delle piante alimentari e loro impatto sulla prevenzione delle malattie. Modulo 4 – Ambiente (9 ore) Produzione e impiego sostenibile di piante officinali, spontanee e coltivate. Normative e buone pratiche per la raccolta delle specie spontanee. Strategie di conservazione della biodiversità vegetale e fungina: conservazione in situ ed ex situ, compilazione di checklist e red list. Tecniche di colture in vitro per la conservazione del germoplasma (con attività laboratoriale). Introduzione al fito- e micorisanamento come strumenti di depurazione naturale. Usi tradizionali e innovativi di piante e funghi tintori. Approfondimento sull’allelopatia: meccanismi di interazione tra piante nel contesto della competizione ecologica.

L’esame finale consiste in una prova orale, volta a verificare la comprensione, la rielaborazione critica e l’integrazione dei contenuti trattati durante il corso.

Caneva G., Pieroni A., Guarrera P.M. 2013. Etnobotanica - Conservazione di un patrimonio culturale come risorsa per uno sviluppo sostenibile. EDIPUGLIA, Bari. - Maugini E., Maleci Bini L., Mariotti Lippi M. 2014. Botanica farmaceutica. Piccin-Nuova Libraria. - Rinallo C. 2018. Piante alimentari. Biologia, composizione chimica, utilizzo. Piccin Editore. - Sanità di Toppi L., Bruno L, Bruni R., Ligrone R., Ferrarese A., Paoli L., Lingua G. 2018. Interazioni Piante-Ambiente. Piccin Editore, Padova.

Al termine del corso, lo studente avrà acquisito conoscenze e competenze nei seguenti ambiti: Etnobotanica: comprensione del valore scientifico e culturale delle tradizioni legate all’uso delle piante in ambito medicinale, alimentare, cosmetico e veterinario, con riferimento ai contesti storici e socio-culturali del bacino mediterraneo; Piante e salute: conoscenza delle principali specie vegetali e delle sostanze naturali di interesse per l’alimentazione e il benessere umano, incluse le potenzialità nutraceutiche; Piante e ambiente: capacità di interpretare il ruolo delle piante come bioindicatori della qualità ambientale, con attenzione alla produzione e dispersione di materiale biologico aerodisperso (pollini, spore); Fitotecnologie e biorisanamento: nozioni di base sull’impiego delle piante in tecnologie ambientali innovative, come il biorisanamento di suoli e acque contaminate; Competenze di laboratorio: acquisizione di tecniche pratiche relative alla coltura in vitro per la conservazione del germoplasma vegetale, alla preparazione di estratti vegetali e alla conduzione di saggi per la valutazione delle attività antiossidante, antimicrobica e allelopatica in vitro.

Il corso è articolato in quattro moduli tematici che affrontano l’impiego applicato delle piante e dei funghi in relazione alla salute, all’alimentazione e alla sostenibilità ambientale: Modulo 1 – Etnobotanica Introduzione ai principi e ai metodi dell’etnobotanica. Analisi degli usi tradizionali delle piante spontanee nel contesto culturale del Mediterraneo, con particolare riferimento alle conoscenze popolari e al patrimonio bio-culturale. Modulo 2 – Salute e Protezione Studio delle principali specie vegetali e fungine di interesse medicinale. Approfondimento sui principi attivi di origine naturale e sul loro impiego terapeutico. Introduzione all’aerobiologia: identificazione e rilevanza sanitaria dei principali bioallergeni aerodispersi, tra cui pollini e spore fungine. Modulo 3 – Vegetali e Nutrizione Analisi degli usi alimentari di piante e funghi, sia nella tradizione che nella dieta contemporanea. Esplorazione del potenziale nutraceutico della flora spontanea e delle nuove frontiere della nutrizione vegetale funzionale. Modulo 4 – Ambiente Produzione, raccolta e utilizzo sostenibile di piante officinali, sia spontanee che coltivate. Tecniche di conservazione della biodiversità vegetale e fungina, con cenni alle pratiche di conservazione in situ ed ex situ.

Una preparazione preliminare in botanica generale e biodiversità vegetale è necessaria per una piena comprensione dei contenuti del corso.

Il corso prevede un totale di 32 ore di lezioni frontali in aula, dedicate agli argomenti trattati nel programma, e 10 ore di attività teorico-pratiche in laboratorio. Le esercitazioni sono finalizzate a: il riconoscimento microscopico dei principali pollini e spore fungine responsabili di allergie; l’apprendimento delle tecniche di coltura in vitro per la conservazione del germoplasma vegetale; la preparazione di diverse tipologie di estratti vegetali e l’esecuzione di saggi per la valutazione delle attività antiossidante, antimicrobica e allelopatica in vitro.

Il corso è suddiviso in quattro moduli tematici, che affrontano in modo integrato gli aspetti culturali, scientifici e applicativi delle piante e dei funghi nei contesti della salute, dell'alimentazione e dell'ambiente. Modulo 1 – Etnobotanica (9 ore) Introduzione alla disciplina: fonti e metodi della ricerca etnobotanica; studio di manoscritti, codici e erbari; identificazione delle piante nei testi storici; contributo degli studi archeobotanici. Nomenclatura tradizionale: analisi dei nomi dialettali e delle radici linguistiche. Usi tradizionali delle piante spontanee nel Mediterraneo, con attenzione a specie di interesse medicinale, cosmetico, veterinario e alimentare. Problematiche nell’uso tradizionale delle piante: fitotossicità, fitovigilanza, interazione con farmaci. L’etnobotanica come strumento di conservazione integrata del patrimonio naturale e culturale: orti e giardini botanici, ecomusei, musei etnobotanici e parchi archeobotanici come luoghi di educazione ambientale. Modulo 2 – Salute e Protezione (12 ore) Piante e funghi medicinali: principali specie contenenti composti attivi, con focus su morfologia, citologia e anatomia delle parti vegetali interessate. Metaboliti secondari: terpenoidi, alcaloidi, fenoli e glicosidi – funzioni ecologiche e benefici per l’uomo. Composti naturali con attività antitumorale, antimicrobica e antiossidante. Attività di laboratorio: preparazione e sperimentazione di estratti vegetali per test di attività antimicrobica e antiossidante. Aerobiologia: studio dei principali bioallergeni aerodispersi (pollini e spore fungine); riconoscimento microscopico delle specie allergeniche; meccanismi evolutivi dell’impollinazione e dell’autoincompatibilità come strumenti di mantenimento della biodiversità. Modulo 3 – Vegetali e Nutrizione (12 ore) Composizione chimica delle piante alimentari. Studio delle principali categorie: Poaceae e pseudocereali, Fabaceae, piante feculifere, saccarifere, oleaginose, nervine, aromatiche e da spezie. Piante utilizzate nella produzione di additivi alimentari e OGM vegetali. Ruolo di alghe e funghi nell’alimentazione umana. Introduzione alla nutraceutica: potenzialità salutistiche delle piante alimentari e loro impatto sulla prevenzione delle malattie. Modulo 4 – Ambiente (9 ore) Produzione e impiego sostenibile di piante officinali, spontanee e coltivate. Normative e buone pratiche per la raccolta delle specie spontanee. Strategie di conservazione della biodiversità vegetale e fungina: conservazione in situ ed ex situ, compilazione di checklist e red list. Tecniche di colture in vitro per la conservazione del germoplasma (con attività laboratoriale). Introduzione al fito- e micorisanamento come strumenti di depurazione naturale. Usi tradizionali e innovativi di piante e funghi tintori. Approfondimento sull’allelopatia: meccanismi di interazione tra piante nel contesto della competizione ecologica.

L’esame finale consiste in una prova orale, volta a verificare la comprensione, la rielaborazione critica e l’integrazione dei contenuti trattati durante il corso.

Caneva G., Pieroni A., Guarrera P.M. 2013. Etnobotanica - Conservazione di un patrimonio culturale come risorsa per uno sviluppo sostenibile. EDIPUGLIA, Bari. - Maugini E., Maleci Bini L., Mariotti Lippi M. 2014. Botanica farmaceutica. Piccin-Nuova Libraria. - Rinallo C. 2018. Piante alimentari. Biologia, composizione chimica, utilizzo. Piccin Editore. - Sanità di Toppi L., Bruno L, Bruni R., Ligrone R., Ferrarese A., Paoli L., Lingua G. 2018. Interazioni Piante-Ambiente. Piccin Editore, Padova.

Al termine del corso, lo studente avrà acquisito conoscenze e competenze nei seguenti ambiti: Etnobotanica: comprensione del valore scientifico e culturale delle tradizioni legate all’uso delle piante in ambito medicinale, alimentare, cosmetico e veterinario, con riferimento ai contesti storici e socio-culturali del bacino mediterraneo; Piante e salute: conoscenza delle principali specie vegetali e delle sostanze naturali di interesse per l’alimentazione e il benessere umano, incluse le potenzialità nutraceutiche; Piante e ambiente: capacità di interpretare il ruolo delle piante come bioindicatori della qualità ambientale, con attenzione alla produzione e dispersione di materiale biologico aerodisperso (pollini, spore); Fitotecnologie e biorisanamento: nozioni di base sull’impiego delle piante in tecnologie ambientali innovative, come il biorisanamento di suoli e acque contaminate; Competenze di laboratorio: acquisizione di tecniche pratiche relative alla coltura in vitro per la conservazione del germoplasma vegetale, alla preparazione di estratti vegetali e alla conduzione di saggi per la valutazione delle attività antiossidante, antimicrobica e allelopatica in vitro.

Il corso è articolato in quattro moduli tematici che affrontano l’impiego applicato delle piante e dei funghi in relazione alla salute, all’alimentazione e alla sostenibilità ambientale: Modulo 1 – Etnobotanica Introduzione ai principi e ai metodi dell’etnobotanica. Analisi degli usi tradizionali delle piante spontanee nel contesto culturale del Mediterraneo, con particolare riferimento alle conoscenze popolari e al patrimonio bio-culturale. Modulo 2 – Salute e Protezione Studio delle principali specie vegetali e fungine di interesse medicinale. Approfondimento sui principi attivi di origine naturale e sul loro impiego terapeutico. Introduzione all’aerobiologia: identificazione e rilevanza sanitaria dei principali bioallergeni aerodispersi, tra cui pollini e spore fungine. Modulo 3 – Vegetali e Nutrizione Analisi degli usi alimentari di piante e funghi, sia nella tradizione che nella dieta contemporanea. Esplorazione del potenziale nutraceutico della flora spontanea e delle nuove frontiere della nutrizione vegetale funzionale. Modulo 4 – Ambiente Produzione, raccolta e utilizzo sostenibile di piante officinali, sia spontanee che coltivate. Tecniche di conservazione della biodiversità vegetale e fungina, con cenni alle pratiche di conservazione in situ ed ex situ.

Una preparazione preliminare in botanica generale e biodiversità vegetale è necessaria per una piena comprensione dei contenuti del corso.

Il corso prevede un totale di 32 ore di lezioni frontali in aula, dedicate agli argomenti trattati nel programma, e 10 ore di attività teorico-pratiche in laboratorio. Le esercitazioni sono finalizzate a: il riconoscimento microscopico dei principali pollini e spore fungine responsabili di allergie; l’apprendimento delle tecniche di coltura in vitro per la conservazione del germoplasma vegetale; la preparazione di diverse tipologie di estratti vegetali e l’esecuzione di saggi per la valutazione delle attività antiossidante, antimicrobica e allelopatica in vitro.

Il corso è suddiviso in quattro moduli tematici, che affrontano in modo integrato gli aspetti culturali, scientifici e applicativi delle piante e dei funghi nei contesti della salute, dell'alimentazione e dell'ambiente. Modulo 1 – Etnobotanica (9 ore) Introduzione alla disciplina: fonti e metodi della ricerca etnobotanica; studio di manoscritti, codici e erbari; identificazione delle piante nei testi storici; contributo degli studi archeobotanici. Nomenclatura tradizionale: analisi dei nomi dialettali e delle radici linguistiche. Usi tradizionali delle piante spontanee nel Mediterraneo, con attenzione a specie di interesse medicinale, cosmetico, veterinario e alimentare. Problematiche nell’uso tradizionale delle piante: fitotossicità, fitovigilanza, interazione con farmaci. L’etnobotanica come strumento di conservazione integrata del patrimonio naturale e culturale: orti e giardini botanici, ecomusei, musei etnobotanici e parchi archeobotanici come luoghi di educazione ambientale. Modulo 2 – Salute e Protezione (12 ore) Piante e funghi medicinali: principali specie contenenti composti attivi, con focus su morfologia, citologia e anatomia delle parti vegetali interessate. Metaboliti secondari: terpenoidi, alcaloidi, fenoli e glicosidi – funzioni ecologiche e benefici per l’uomo. Composti naturali con attività antitumorale, antimicrobica e antiossidante. Attività di laboratorio: preparazione e sperimentazione di estratti vegetali per test di attività antimicrobica e antiossidante. Aerobiologia: studio dei principali bioallergeni aerodispersi (pollini e spore fungine); riconoscimento microscopico delle specie allergeniche; meccanismi evolutivi dell’impollinazione e dell’autoincompatibilità come strumenti di mantenimento della biodiversità. Modulo 3 – Vegetali e Nutrizione (12 ore) Composizione chimica delle piante alimentari. Studio delle principali categorie: Poaceae e pseudocereali, Fabaceae, piante feculifere, saccarifere, oleaginose, nervine, aromatiche e da spezie. Piante utilizzate nella produzione di additivi alimentari e OGM vegetali. Ruolo di alghe e funghi nell’alimentazione umana. Introduzione alla nutraceutica: potenzialità salutistiche delle piante alimentari e loro impatto sulla prevenzione delle malattie. Modulo 4 – Ambiente (9 ore) Produzione e impiego sostenibile di piante officinali, spontanee e coltivate. Normative e buone pratiche per la raccolta delle specie spontanee. Strategie di conservazione della biodiversità vegetale e fungina: conservazione in situ ed ex situ, compilazione di checklist e red list. Tecniche di colture in vitro per la conservazione del germoplasma (con attività laboratoriale). Introduzione al fito- e micorisanamento come strumenti di depurazione naturale. Usi tradizionali e innovativi di piante e funghi tintori. Approfondimento sull’allelopatia: meccanismi di interazione tra piante nel contesto della competizione ecologica.

L’esame finale consiste in una prova orale, volta a verificare la comprensione, la rielaborazione critica e l’integrazione dei contenuti trattati durante il corso.

Caneva G., Pieroni A., Guarrera P.M. 2013. Etnobotanica - Conservazione di un patrimonio culturale come risorsa per uno sviluppo sostenibile. EDIPUGLIA, Bari. - Maugini E., Maleci Bini L., Mariotti Lippi M. 2014. Botanica farmaceutica. Piccin-Nuova Libraria. - Rinallo C. 2018. Piante alimentari. Biologia, composizione chimica, utilizzo. Piccin Editore. - Sanità di Toppi L., Bruno L, Bruni R., Ligrone R., Ferrarese A., Paoli L., Lingua G. 2018. Interazioni Piante-Ambiente. Piccin Editore, Padova.

-Acquisizione dei concetti chiave della biosistematica degli Artropodi dal punto di vista filogenetico ed evolutivo e conoscenza dei caratteri generali della morfologia, biologia ed ecologia dei principali taxa del phylum, con particolare riferimento agli Insetti; -Capacità di collocare filogeneticamente i principali taxa degli Artropodi, portando esempi concreti di ordini e/o specie rappresentativi. -Realizzazione di alcune esperienze di laboratorio che forniscano anche una panoramica di alcune metodologie per la ricerca zoologica sugli Artropodi.Ci si aspetta che lo studente conosca, riconosca e sia in grado di collocare filogeneticamente i rappresentanti di alcuni taxa zoologici di alto rango, caratterizzati da un grado particolarmente elevato di diversità, quali gli Insetti.

Obiettivi formativi Il corso si propone di fornire agli studenti una solida preparazione nell’ambito della sistematica vegetale, con particolare riferimento all’approccio filogenetico e all’integrazione tra dati morfologici e molecolari. Gli studenti acquisiranno competenze teoriche e pratiche utili per il riconoscimento delle principali linee evolutive delle piante e per la comprensione dei meccanismi evolutivi che regolano la diversità vegetale. Particolare attenzione sarà dedicata agli adattamenti riproduttivi e ambientali, in un’ottica evolutiva e comparativa. Al termine del corso, gli studenti saranno in grado di: interpretare e utilizzare chiavi dicotomiche e strumenti filogenetici per l’identificazione delle specie vegetali; analizzare criticamente la letteratura scientifica nel campo della sistematica e della biologia evolutiva; comprendere i principali modelli teorici relativi all’evoluzione e alla diversificazione delle piante; riconoscere e descrivere gli adattamenti morfologici e funzionali in relazione all’ambiente e alle strategie riproduttive.

Concetti di base di tassonomia, sistematica e filogenesi applicati al Regno animale.Conoscenze sulla diversificazione e la tassonomia degli Artropodi, considerando la radiazione adattativa di ogni gruppo in relazione alle interazioni organismo/ambiente. Conoscenza di base della biodiversità degli Artropodi (fino al livello di Ordine), con particolare attenzione riservata agli Insetti e alla loro enorme radiazione adattativa.

Il corso si propone di approfondire gli aspetti della sistematica morfologica, con particolare attenzione alle metodologie di riconoscimento delle specie. Verranno trattate analisi filogenetiche e molecolari, fondamentali per comprendere i principali meccanismi dell’evoluzione biologica, con un focus sugli adattamenti riproduttivi e ambientali.

Sono necessarie solide competenze di Zoologia Generale e fondamenti di Zoologia Sistematica oltre che una piena consapevolezza dei principi alla base dell'evoluzione dei viventi.

È richiesta una solida conoscenza di base della biologia vegetale, con particolare attenzione agli aspetti di botanica generale, biodiversità vegetale, scienza della vegetazione e corologia.

Lezioni frontali con l'ausilio di materiale vivo e/o preparati. 12 ore di Esercitazione, sul campo o in laboratorio, relative ai principali taxa del Phylum degli Artropodi

Lezioni frontali integrate da attività pratiche di laboratorio.

Programma: Concetti base di tassonomia, filogenesi e sistematica applicati al regno animale Generalità sulla biodiversità degli Artropodi. Panartropodi: Onicofori e Tardigradi Concetti chiave dell'Artropodizzazione: 1.Appendici segmentali articolate e appaiate 2.Corpo segmentato 3.Esoscheletro chitinoso (a chitina) soggetto a muta con piastre articolate e muscoli intrinseci 4.Assenza di ciglia locomotorie anche a livello larvale Struttura interna ed esterna generale degli Artropodi. Sub Phylum dei Trilobiti Sub phylum dei Chelicerati, classi dei Picnogonidi e degli Xiphosuri. Classe degli Aracnidi. Ordini: Scorpioni, Uropigi (e Schizomidi), Amblipigi, Opilionidi, Solifugi, Pseudoscorpioni, Palpigradi, Ricinulei e Acari. Ordine Aranea: Mesoteli, Migalomorfi ed Aranomorfi. Osservazione di preparati microscopici ed esemplari in toto del Sub Phylum Chelicerati: Xiphosuri, Scorpioni, Uropigi, Amblipigi, Aranea, Opilionidi, Acari, Solifugi e Pseudoscorpioni Sub phylum Crostacei. generalità, Remipedi, Cirripedi, Copepodi, Ostracodi, Cefalocaridi, Anostraci, Fillopodi (Notostraci e Cladoceri). Crostacei Malacostraci. Osservazione di campioni appartenenti al Taxon dei Crostacei Miriapodi (Chilopodi, Sinfili, Diplopodi e Pauropodi). Esapodi entognati (Collemboli, Proturi e Dipluri). Esapodi ectognati, gli Insetti e i loro rapporti con l'uomo. La morfologia esterna (capo, torace e addome) ed i sistemi interni (sistema digerente, sistema escretore, apparato circolatorio, sistema secernente, riproduzione, sistema respiratorio, sistema nervoso) degli Insetti La biodiversità degli Insetti: Atterigoti e Pterigoti, Paleotteri e Neotteri, Tisanuri, Archeognati e Zigentomi, Efemerotteri, Odonati, Blattoidei, Mantoidei, Fasmidi, Ortotteri (Celiferi ed Ensiferi), Grilloblattoidei Isotteri, Dermatteri, Embiotteri, Zoratteri, Plecotteri. Paraneotteri: Psocotteri, Mallofagi, Anopluri,Tisanotteri, Emitteri (Omotteri ed Eterotteri). Olometaboli: Neurotteri (Megalotteri, Rafidioidei e Planipenni), Mecotteri. Olometaboli: Tricotteri, Lepidotteri, Coleotteri (Polifagi ed Adefagi), Imenotteri (Terebranti e Aculeati), Ditteri (Nematoceri e Brachiceri), Strepsitteri

Il corso fornisce una panoramica approfondita dei principi teorici e pratici della sistematica e tassonomia vegetale. Gli argomenti trattati includono: Fondamenti di sistematica e tassonomia: obiettivi, sviluppo storico della tassonomia vegetale dalle origini ai moderni approcci filogenetici. Classificazione biologica: concetto di specie, ranghi tassonomici, nomenclatura botanica, variabilità intra- e interspecifica, caratteri diagnostici e loro valore tassonomico. Struttura delle piante (Cormofite): analisi morfologica e anatomica degli organi vegetativi e riproduttivi, con attenzione alla loro funzione, evoluzione e coevoluzione. Sistematica molecolare: strumenti e metodologie per l’analisi filogenetica basata su dati molecolari. Elementi di genetica evolutiva: ruolo del numero cromosomico, dell’ibridazione e dei meccanismi di isolamento riproduttivo. Fattori evolutivi, geografici ed ecologici: nozioni di paleontologia vegetale e biogeografia (aree di distribuzione, disgiunzioni, vicarianza, endemismi, centri di diversità, specie aliene). Conservazione della biodiversità: stato attuale, piante minacciate, criteri di valutazione e conservazione. Tassonomia applicata: tecniche di raccolta in campo, allestimento dell’erbario, misurazione dei caratteri morfologici, utilizzo di chiavi analitiche, principi del Codice Internazionale di Nomenclatura Botanica. La flora d’Italia: principali famiglie botaniche, approccio teorico e pratico all’identificazione delle specie, interpretazione filogenetica dei caratteri e introduzione alla cladistica.

La verifica di apprendimento del modulo animale verrà realizzata con una prova orale della durata di circa quaranta minuti (2-4 domande piuttosto generali che mettano in collegamento i concetti appresi) sugli argomenti trattati a lezione e sulle attività pratiche realizzate durante il corso. Il Docente valuterà la conoscenza dei concetti proposti durante il corso, anche chiedendo allo studente di sviluppare ragionamenti autonomi e collegamenti tra i concetti, che dimostrino una loro piena acquisizione e comprensione. Il materiale mostrato a lezione e durante le esercitazioni potrà essere proposto allo studente per un semplice riconoscimento e per supportare la descrizione di strutture e funzioni animali. Sono previste ulteriori prove in itinere frazionate e facoltative durante il corso, prevalentemente rivolte agli studenti frequentanti. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

L’esame finale consiste in una prova orale, finalizzata a verificare la comprensione approfondita e la capacità di rielaborazione critica dei contenuti trattati durante il corso. Per informazioni sui servizi di supporto dedicati agli studenti con disabilità e/o con Disturbi Specifici dell’Apprendimento (DSA), si invita a consultare la seguente pagina: www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Vengono di seguito indicati alcuni testi di riferimento che potranno essere utilmente consultati ma non esiste un testo unico che copra tutti i concetti proposti nel corso ad un giusto livello di approfondimento, pertanto ulteriori indicazioni verranno fornite dal docente durante il corso e/o nell'orario di ricevimento. Zoologia degli Invertebrati, RuppertE.E., Fox R.S. e Barnes R.D.,2007 Ed. Piccin Lineamenti di Zoologia Sistematica, Baccetti et al.,1996, Ed. Zanichelli Diversità animale, Cleveland Hickman, 2012, Ed. McGraw-Hill Companies Diversità animale, M. Cobolli e V. Ketmaier , 2008, Ed. McGraw-Hill Companies Lineamenti di Entomologia, Penny J. Gullan, Peter S. Cranston, 2006, Ed. Zanichelli Guida agli Insetti d'Europa, 2010, Michael Chinery, Ed. Franco Muzzio

Testi consigliati: Judd WS, Campbell CS, Kellogg EA, Stevens PF, Donoghue MJ, 2019. Botanica sistematica. Un approccio filogenetico. Piccin Ed. Gabriella Pasqua, Giovanna Abbate, Cinzia Forni (2019) Botanica generale e biodiversità vegetale. Piccin/Nuova Libreria. Numerosi testi sono messi a disposizione degli studenti, offrendo così la possibilità di confrontare le diverse teorie proposte dagli specialisti del settore. Nei casi in cui gli argomenti trattati siano strettamente connessi alla ricerca scientifica, si farà riferimento diretto ad articoli pubblicati sulle principali riviste internazionali.

Lo studente sarà in grado di combinare simulazioni MD e ML per analizzare in modo avanzato biosistemi complessi, identificando pattern nascosti, predicendo comportamenti molecolari e potenzialmente accelerando le simulazioni e di applicare tecniche ML di base a dataset molecolari ed esplorare strutture complesse e dinamiche nascoste.

In questo corso i diversi metodi di chimica computazionale comunemente impiegati per la simulazione di processi BIO saranno spiegati durante le lezioni teoriche (35 ore), tra cui la dinamica molecolare classica, Umbrella sampling e metodi ibridi di meccanica quantistica/meccanica molecolare (QM/MM). Inoltre, durante gli esercizi al computer (12 ore) applicazioni di diversi processi BIO con software gratuiti: AmberTools, Orca, VMD, DL_POLY. Una seconda parte è rivolta a fornire una comprensione di base degli algoritmi e dei concetti principali del machine learning (ML), con un focus sull’analisi di dati provenienti da simulazioni molecolari. Successivamente, andremmo ad esplorare come il machine learning può potenziare l’analisi e la previsione di dati ottenuti da simulazioni di dinamica molecolare classica.

• Nozioni di base di fisica, chimica computazionale e programmazione. * Conoscenze fondamentali di algebra lineare e statistica

Lezione frontali e laboratorio con il computer.

Modulo 1: Introduzione alla Dinamica Molecolare (MD) * Fondamenti della meccanica classica applicata ai sistemi molecolari * Equazioni del moto e metodi di integrazione numerica * Campi di forza: descrizione delle interazioni atomiche * Software e strumenti per la dinamica molecolare (DL_POLY, AMBER) Modulo 2: Simulazioni di Sistemi Biologici * Modelli molecolari per proteine, DNA e membrane * Condizioni al contorno e termostati/barostati * Tecniche di campionamento avanzate (Replica Exchange, Metadynamics) * Validazione e analisi dei risultati delle simulazioni Modulo 3: Introduzione al Machine Learning per la Dinamica Molecolare * Nozioni di base di machine learning (ML) e deep learning (DL) * Algoritmi di apprendimento supervisionato e non supervisionato * Framework di ML per le simulazioni molecolari (TensorFlow, PyTorch, scikit-learn) * Dataset e feature engineering per sistemi molecolari Modulo 4: Applicazioni del Machine Learning alla Dinamica Molecolare * Predizione di proprietà molecolari con ML * Accelerazione delle simulazioni con ML (potenziali di forza appresi, surrogate models) * Generazione di traiettorie molecolari tramite reti neurali * Riduzione della dimensionalità e clustering di stati conformazionali Modulo 5: Casi Studio e Applicazioni * Simulazione di interazioni proteina-ligando * Studio di transizioni conformazionali (es. folding) * Dinamica di membrane e canali ionici * Applicazioni in drug discovery * Analisi di mutazioni e patologie a livello molecolare

Esame orale con presentazione progetto.

1. M. P. Allen & D. J. Tildesley – Computer Simulation of Liquids Oxford University Press (Second Edition, 2017) 2. D. Frenkel & B. Smit – Understanding Molecular Simulation Academic Press (Second Edition, 2001) 3. Aurélien Géron – Hands-On Machine Learning with Scikit-Learn, Keras, and TensorFlow O'Reilly Media (3rd Edition, 2022)

Il corso si propone di introdurre i concetti fondamentali dell'ecologia delle acque interne mediante un approccio sia teorico che pratico, fornendo gli strumenti per conoscere i popolamenti presenti nei laghi e nei fiumi ed affrontare la natura delle minacce ai sistemi acquatici, quali l'inquinamento e l'eutrofizzazione.

Il corso esplora la natura delle caratteristiche biologiche, chimiche e fisiche dei laghi e dei fiumi, fornendo una comprensione dettagliata della biodiversità e dell'ecologia dei sistemi d'acqua dolce. Esso mira a sviluppare la comprensione degli studenti dei principi e dei concetti di biologia acquatica, fornendo una panoramica sulla complessità della gestione degli habitat acquatici. Il corso si concentra sugli adattamenti fisiologici degli organismi nell'ambiente acquatico, con particolare attenzione per gli invertebrati bentonici e i pesci. Sarà utilizzato sia un approccio teorico che tecniche pratiche e il corso tratterà alcuni aspetti della gestione e la natura delle minacce ai sistemi acquatici, compreso l'inquinamento e il controllo dell'eutrofizzazione.

Conoscenze di ecologia generale

Lezioni frontali con esercitazioni pratiche sul campo.

Definizione di acque interne e di acque dolci. Ciclo dell'acqua. Tempi di residenza. Territori areici, endoreici, esoreici. Differenze fra ambienti lotici e lentici. 1) Ambienti lotici. Importanza dei corsi d'acqua. Bacino imbrifero. Rapporti con la falda. Reticolo idrografico e sue proprietà. Ordinamento dei corsi d'acqua. Profilo longitudinale. Bacino del fiume Tevere. Caratteristiche morfologiche e idrologiche. Alimentazione fluviale. Sorgenti. Serbatoi. Ghiacciai. Energia fluviale. Potere erosivo delle acque. Velocità di corrente. Attrito. Raggio idraulico. Azione morfogenetica. Profilo longitudinale. Bilancio idrologico. Coefficiente di deflusso. Portata. Regime idrico. Analisi delle portate. Curva delle durate. Temperatura dell'acqua. Sali minerali disciolti nell'acqua. Corsi d'acqua come ecosistemi aperti. Sostanza organica alloctona e autoctona. Ossigeno disciolto. 2) Zonazione dei fiumi. Adattamenti alla vita nelle acque correnti. Specie reofile e limnofile. Regola delle pendenze. Zonazione ittica di Huet. Zona della trota, zona del barbo, zona della carpa e della tinca. River Continuum Concept. Trasporto e trasformazione della sostanza organica. Organismi detritivori: trituratori, predatori, pascolatori, collettori. Ruolo delle macrofite. Ruolo della vegetazione ripariale. Spiralizzazione dei nutrienti. Effetti delle perturbazioni sulle comunità. Eventi estremi. Teoria del disturbo intermedio. r e K selezione negli ambienti acquatici. Effetti delle piene sugli organismi acquatici. Bioindicatori. Specie stenoecie. I pesci come bioindicatori. Specie chiave. Effetti della predazione. Differenze fra ambienti acquatici ed ambienti terrestri. Ipotesi della biodiversità controllata dalla struttura dell'habitat. Andamento della diversità lungo un fiume. 3) Ecosistemi lentici. Laghi, stagni, paludi. Le caratteristiche dei principali laghi italiani. Analisi morfometrica di un bacino lacustre. Termica dei laghi. Stratificazione termica. Andamento dell'ossigeno in funzione della profondità. Estinzione della luce. Zonazione dei laghi. Ciclo dei nutrienti. Produttività primaria. Evoluzione trofica di un lago. Cambiamenti nelle comunità ittiche. Limiti alla produttività nei laghi. Controlli bottom-up e top-down. Sostanze umiche. Manipolazione Invasi artificiali. Termica di un lago artificiale. Differenze rispetto ai laghi naturali. Interrimento. Impatti sugli ecosistemi fluviali. Hydropeaking.

Introduzione allo studio delle acque interne. Ambienti lotici e lentici: differenze. Valore ambientale e funzioni delle zone umide. Differenze fra ambiente subaereo ed ambiente acquatico. Caratteristiche della molecola d'acqua. I popolamenti degli ambienti acquatici. I laghi. Bilancio termico dei laghi. Profili di temperatura in laghi della zona temperata. Ossigeno disciolto. Curve di distribuzione dell'ossigeno disciolto. Il carbonio inorganico. Il sistema tampone carbonati-bicarbonati. Il fosforo negli ambienti acquatici. Ciclo dell?azoto nelle acque interne. Classificazione delle comunità acquatiche. Descrizione dei principali gruppi del fitoplancton dulcicolo. Fattori che condizionano la crescita e la successione stagionale del fitoplancton. Adattamenti alla radiazione luminosa. Legge di Stokes. Il paradosso del plancton. Zooplancton erbivoro: definizione di micro e macrofiltratori. Modalità di predazione di vertebrati e invertebrati sullo zooplancton. Interazioni biotiche nel comparto pelagico. Laghi e stato trofico. Sorgenti di inquinamento diffuse e puntiformi. Criteri di stato trofico e criteri di carico dei nutrienti. Indice di Carlson (TSI). Indice OCSE. Uso di bioindicatori in ambienti lentici. Water Framework Directive: concetti fondamentali. Ecotecnologie per il recupero della qualità di laghi soggetti a fenomeni di eutrofizzazione e acidificazione delle acque. Rimozione delle macrofite. Introduzione di specie ittiche erbivore. Manipolazione delle catene trofiche. Approcci top-down e bottom-up. Interventi di liming. Ecologia fluviale. Aspetti strutturali e funzionali dei sistemi lotici. Autotrofia ed eterotrofia. Utilizzo della sostanza organica. Comunità di acque correnti. Zonazione. River Continuum Concept. Flood-pulse concept. Spiralizzazione dei nutrienti. Monitoraggio biologico delle acque correnti. La biodiversità nelle acque interne. Invasioni biologiche.

Bettinetti R., G. Crosa, S. Galassi. 2007. Ecologia delle acque interne. Edizioni CittàStudi.

Fornire conoscenze di base sui meccanismi di tossicità ambientale. - Analizzare le interazioni tra contaminanti e organismi viventi. - Approfondire i modelli di valutazione del rischio ecotossicologico. - Approfondire il ruolo dei contaminanti emergenti - Fornire una panoramica sulle interazioni tra inquinanti emergenti e organismi viventi in un’ottica One Health. - Discutere strategie di monitoraggio e mitigazione del rischio. - Approfondire le sfide del monitoraggio ecotossicologico negli ambienti

Tossicità; Contaminanti; Strumenti diagnosti e prognostici; Sistemi predittivi e previsionali; Monitoraggio ambientale; Rischio ambientale; Monitoraggio ecotossicologico in ambienti remoti; Legislazione; Esercitazioni in laboratorio

Lo studente deve avere conoscenza di ecologia di base e di chimica.

Lezioni frontali; Esercitazioni

Principi di Ecotossicologia. Definizione e finalità dell’ecotossicologia. Principali classi di contaminanti ambientali. Meccanismi di azione dei tossici: bioaccumulo, biomagnificazione, biotrasformazione e metabolismo. Metodi di valutazione della tossicità. Test ecotossicologici (in vivo e in vitro). Bioindicatori e biomarcatori negli ecosistemi acquatici e terrestri. Modelli predittivi e previsionali di tossicità e valutazione del rischio ambientale. Inquinanti emergenti e impatti ecotossicologici. Micro e nanoplastiche: distribuzione ambientale, interazioni con gli organismi, effetti biologici. Nanomateriali: applicazioni, rischi ecotossicologici e metodi di valutazione. Personal Care Products (PCPs): impatto di cosmetici, detergenti, filtri UV e farmaci. Antibiotico-resistenza ambientale: ruolo degli ecosistemi nella selezione e diffusione di batteri resistenti. Ecotossicologia degli ecosistemi e ambienti estremi. Effetti dei contaminanti sui livelli di organizzazione biologica: cellule, organismi, popolazioni, comunità. Casi studio di ecotossicologia acquatica e terrestre. Monitoraggio ecotossicologico in ambienti remoti: laghi di alta quota, zone polari, ecosistemi isolati. Tecniche di campionamento e analisi in ambienti remoti. Applicazioni della citizen science e strumenti innovativi per il monitoraggio. Normativa e gestione del rischio ecotossicologico. Regolamenti europei e internazionali (REACH). Strategie di monitoraggio ambientale e mitigazione degli impatti. Approcci integrati per la gestione del rischio ecotossicologico in un’ottica One Health. Esercitazioni di laboratorio: esecuzione di bioassay e applicazioni biochimiche per la misurazione di biomarcatori dello stress ossidativo in organismi acquatici.

Prova orale finale sui contenuti del corso. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Vighi & Bacci, Edizione 2006. Ecotossicologia UTET Fossi MC. Biomarkers: Strumenti di diagnosi e prognosi ambientale. Rosni EditriceSRL. Firenze pp 128. C.H. Walker, R.M. Sibly, S.P. Hopkin, D.B. Peakall, 2012. Principles of Ecotoxicology, Fourth edition. A TEXTBOOK OF MODERN TOXICOLOGY THIRD EDITION Edited by Ernest Hodgson, 2004. A JOHN WILEY & SONS, INC., PUBLICATION

Accentuare le capacità di analisi e di critica nell' interpretazione delle manifestazioni vitali degli organismi espresse attraverso il comportamento, considerato sia come prodotto sia come artefice dell'evoluzione, saper costruire un etogramma, saper formulare ipotesi sul significato di un comportamento, fare previsioni sulla validità dell'ipotesi, saper testare le previsioni

Storia e compiti dell'Etologia. Le cause prossime. Lo sviluppo del comportamento. Neuroetologia. Le basi genetiche del comportamento. Le cause remote. L'evoluzione del comportamento. Eco-etologia (sopravvivenza, habitat, comunicazione, riproduzione). Comportamento sociale, comportamento umano.

E' importante avere conoscenze di Zoologia o Biologia Animale

lezioni frontali

Storia e compiti dell'Etologia. Le domande sul comportamento. Le cause immediate del comportamento. Etologia classica. Lo scatenamento del comportamento. Il concetto di motivazione. L'atto motorio. Etogramma. L'ontogenesi del comportamento. Ontogenesi pre e post-natale. I periodi sensibili. Sanzione, rinforzo e memoria. Apprendimento associativo e non associativo. Gioco. Imitazione. Omeostasi dello sviluppo. Neuroetologia. I centri di controllo neurale. Programmi comportamentali. Le basi genetiche del comportamento. Il comportamento come risultato della filogenesi. Ecologia comportamentale. Adattamenti comportamentali per la sopravvivenza. L'evoluzione del comportamento alimentare. Scegliere dove vivere. L'evoluzione della comunicazione. L'evoluzione del comportamento riproduttivo. L'evoluzione dei sistemi di accoppiamento. Socialità. Evoluzione del comportamento umano

L’esame prevede una prova orale che consiste in una discussione della durata di circa 30-40 minuti con due tre domande finalizzate ad accertare il livello di conoscenza e la capacità di comprensione raggiunto dallo studente sui diversi contenuti indicati nel programma. Durante la prova orale si valuterà anche la capacità di comunicazione dello studente. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

John Alcock "Etologia, un approccio evolutivo" Ed. Zanichelli Raymond Campman, Felicita Scapini "Etologia" Ed Zanichelli

Buona conoscenza del comportanto e funzioni dei canali ionici; esperienza nella messa a punto di simulazioi al computer di fenomeni di eccitabilita'

Canali ionici: meccanismi e basi strutturali del gating, permeazione e selettivita'. Comportamento elettrico di una membrana plasmatica. Simulazioni al computer di un potenziale d'azione. Ruolo dei canali Ca voltaggio-dipendenti e K Ca-attivati nella modulazione dell'eccitabilita'. Trasmissione sinaptica.

Al fine di poter comprendere i contenuti trattati e' necessario che lo studente possieda le seguenti conoscenze:1) Principi di Fisiologia Generale, con particolare riferimento all'eccitabilita' di membrana e ai vari tipi di trasporto di membrana2) Conoscenze relative alla citologia dei neuroni e dei muscoli scheletrici3) Conoscenze di biochimica relative alla struttura delle proteine e dei fosfolipidi. Modello a mosaico fluido delle membrane biologiche

Lezioni frontali

Struttura dei principali tipi di canali ionici: plot di idropaticita' e predizione della topologia transmembrana; risultati ottenuti con l'analisi cristallografica. La tecnica del patch-clamp nello studio del comportamento dei canali ionici: proprieta' e utilizzo delle configurazioni whole-cell, inside-out e outside-out. Meccanismi di apertura e chiusura dei canali ionici (gating): transizioni conformazionali dei canali e teoria dello stato di transizione; basi strutturali del gating. Gating voltaggio-dipendente: relazione probabilita' di apertura-voltaggio, equazione di Boltzmann e sua derivazione. Basi molecolari del sensore del voltaggio. Cinetica di attivazione dei canali ionici: ensemble average e correnti macroscopiche; Descrizione dei cambi conformazionali dei canali ionici in termini di una reazione chimica; significato delle costanti di transizione tra i vari stati cinetici di un canale ionico; equazioni differenziali che descrivono la cinetica dei canali ionici. Inattivazione e sua base molecolare: esperimenti con proteasi intracellulari e delezione della porzione aminiterminale dei canali K Shaker. cinetica dei canali Na e K voltaggio-dipendenti. Gating ligando-dipendente: relazione probabilita' di apertura - concentrazione di agonista ed equazione di Hill. Basi molecolari della sensibilita' al Ca dei canali K di tipo BK. Sistematica dei canali ionici. Canali Na: struttura e tipologie di canali Na voltaggio-dipendenti; canali Na voltaggio-indipendenti (epiteliali). Canali Ca: struttura e tipologie dei canali Ca voltaggio-dipendenti; canali di rilascio del Ca dai depositi intracellulari. Canali K: struttura e tipologie dei canali K voltaggio-dipendenti; canali K Ca-attivati; canali K rettificatori interni; canali K background. I canali Cl. Struttura e tipologie dei canali ligando-dipendenti: recettori nicotinici; recettori GABA e glicina; recettori canale per la serotonina; recettori canale per il glutammato; recettori canale per l'ATP. Acquaporine. Gap junctions. Ruolo dei canali ionici nell'emicrania emiplegica familiare. Fasi di un attacco emicranico: aumenti dei trigger emicranici; attivazione dei terminali trigemino vascolari; Infiammazione neurogenica; trasmissione dell'informazione nocicettiva; sensibilizzazione centrale. L'emicrania emiplegica familiare (FHM). Coinvolgimento dei canali Ca voltaggio-dipendenti di tipo P/Q nell'FHM. Conseguenze funzionali delle mutazioni FHM. Analisi di lavori scientifici in cui viene mostrato il coivolgimento di canali ionici nell?emicrania. Simulazioni al computer del comportamento di canali ionici voltaggio-dipendenti; nozioni fondamentali dell'utilizzo del programma xpp per la risoluzione di sistemi di equazioni differenziali del primo ordine; simulazioni del comportamento dei canali K e Na voltaggio-dipendenti tramite l'uso di xpp. Controllo del potenziale di membrana da parte dei canali ionici; Analogie tra una membrana plasmatica ed un circuito elettrico RC; Equazione del potenziale di membrana; simulazioni di una membrana eccitabile contenente canali K e Na voltaggio-dipendenti. Basi ioniche dell'eccitabilita'; Ruolo dei canali K e Na voltaggio-dipendenti nell'eccitabilita' di membrana; Ruolo dei canali K Ca-attivati nell'eccitabilita' di membrana; Ruolo dei canali Ca voltaggio-dipendenti nell'eccitabilita' di membrana. Struttura e Funzione della sinapsi: Principali modalita' di neurotrasmissione; Proprieta' strutturali e molecolari delle sinapsi chimiche; Sequenza di eventi coinvolti nella neurotrasmissione; Organizzazioni molecolari pre e postsinaptica; Depolarizzazione e ingresso di calcio nel terminale presinaptico: dinamica del calcio presinaptico e teoria dei micro domini; Il ciclo vescicolare: liberazione quantale di neurotrasmettitore; proprieta? statistiche del rilascio quantale. Diffusione e rimozione del neurotrasmettitore; Plasticita' sinaptica a breve termine; Generazione dei potenziali postsinaptici; Inibizione ed effetto shunt; sommazioni spaziale e temporale; recettori presinaptici e controllo della liberazione di trasmettitore; coliberazione e trasmissione retrograda. Plasticita' sinaptica a lungo termine. Potenzialìmento e depressione a lungo termine; Fasi di induzione; Fase di espressione; Metaplasticita'.

Esame orale e verifiche scritte Se le verifiche scritte, condotte durante l'anno, vengono superate, non e' necessario fare l'esame finale, e la votazione verra' ricavata dalla media aritmetica delle prove. Le verifiche scritte sono 3 e consistono di tre domande a risposta libera. Durante l'esame orale lo studenti viene valutato con nove domande prese omogeneamente lungo tutto il programma. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Dispense fornite dal docente

Il corso si propone di ampliare le conoscenze della Genetica facendo acquisire agli studenti nozioni e competenze di Genetica e Genomica spendibili in diversi ambiti dalla genomica all’evoluzione, alla biodiversità, alla genetica medica, etc. Al termine del corso gli studenti dovranno saper applicare una metodologia scientifica per la comprensione della struttura e complessità dei genomi procariotici ed eucariotici, nonché saper partecipare alla discussione di gruppo su un argomento di ricerca.

Metodi molecolari avanzati per lo studio di genomi procariotici ed eucariotici. Studio della complessità genomica.

Nozioni di genetica

Lezioni frontali, esercitazioni in laboratorio e seminari didattici.

Introduzione alla genomica: definizione e discipline tradizionali della genetica integrate nella genomica. Organizzazione strutturale e genetica dei genomi procariotici e degli organelli eucariotici. Organizzazione strutturale e genetica dei genomi eucariotici. Il genoma umano. Sviluppo del progetto Genoma Umano (HGP). Cenni storici, aspetti culturali ed organizzativi. Le principali strategie ed approcci scientifici utilizzati per la realizzazione del HGP e le sue finalità. Organizzazione di un progetto di sequenziamento su larga scala. Tecniche genetiche e molecolari che consentono lo studio, la caratterizzazione molecolare e l’annotazione di interi genomi. Tecniche e applicazioni di sequenziamento massivo ed ultra-massivo utilizzate per lo studio dei genomi, i concetti di assemblaggio e annotazione genomica, ed i metodi di indagine di banche dati genomiche per interpretare ed intraprendere studi genomici. Metodi di sequenziamento di seconda generazione. Metodi di sequenziamento di terza generazione. Il ruolo della bioinformatica. Approcci sperimentali su scala genomica utilizzabili per identificare geni e pathways genetici. Metodi di studio della variabilità molecolare. Metabarcoding e metagenomica. Screening di mutazioni su scala genomica come strategia per la dissezione genetica funzionale di processi biologici complessi. Analisi delle sequenze genomiche. Individuazione delle open reading frame (ORF). Analisi della funzione di un gene: analisi al computer e assegnazione sperimentale (forward genetics e reverse genetics). Modelli evolutivi e filogenesi molecolare. Metodi per la creazione degli alberi filogenetici: basati sul calcolo delle distanze genetiche (es. UPGMA) o sull’analisi dei singoli siti (es. Massima Parsimonia). L’orologio molecolare: dalla divergenza molecolare alla stima temporale. Esempi di analisi filogeografica applicata allo studio dell’origine ed evoluzione dell’Uomo moderno. Genetica della percezione del gusto nell’Uomo

La verifica dell’apprendimento avverrà attraverso esame orale e tramite verifica delle attività svolte in laboratorio. Lettura critica di lavori scientifici Gli studenti e le studentesse con disabilità e/o con DSA sono invitati/e a visitare la pagina dedicata agli strumenti e alle misure previste e a concordare preventivamente quanto necessario con il/la docente (https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa)

Brown TA – Genomi 4. Edises e altro materiale didattico fornito dal docente

Il corso si propone di ampliare le conoscenze della Genetica facendo acquisire agli studenti nozioni e competenze di Genetica e Genomica spendibili in diversi ambiti dalla genomica all’evoluzione, alla biodiversità, alla genetica medica, etc. Al termine del corso gli studenti dovranno saper applicare una metodologia scientifica per la comprensione della struttura e complessità dei genomi procariotici ed eucariotici, nonché saper partecipare alla discussione di gruppo su un argomento di ricerca.

Metodi molecolari avanzati per lo studio di genomi procariotici ed eucariotici. Studio della complessità genomica.

Nozioni di genetica

Lezioni frontali, esercitazioni in laboratorio e seminari didattici.

Introduzione alla genomica: definizione e discipline tradizionali della genetica integrate nella genomica. Organizzazione strutturale e genetica dei genomi procariotici e degli organelli eucariotici. Organizzazione strutturale e genetica dei genomi eucariotici. Il genoma umano. Sviluppo del progetto Genoma Umano (HGP). Cenni storici, aspetti culturali ed organizzativi. Le principali strategie ed approcci scientifici utilizzati per la realizzazione del HGP e le sue finalità. Organizzazione di un progetto di sequenziamento su larga scala. Tecniche genetiche e molecolari che consentono lo studio, la caratterizzazione molecolare e l’annotazione di interi genomi. Tecniche e applicazioni di sequenziamento massivo ed ultra-massivo utilizzate per lo studio dei genomi, i concetti di assemblaggio e annotazione genomica, ed i metodi di indagine di banche dati genomiche per interpretare ed intraprendere studi genomici. Metodi di sequenziamento di seconda generazione. Metodi di sequenziamento di terza generazione. Il ruolo della bioinformatica. Approcci sperimentali su scala genomica utilizzabili per identificare geni e pathways genetici. Metodi di studio della variabilità molecolare. Metabarcoding e metagenomica. Screening di mutazioni su scala genomica come strategia per la dissezione genetica funzionale di processi biologici complessi. Analisi delle sequenze genomiche. Individuazione delle open reading frame (ORF). Analisi della funzione di un gene: analisi al computer e assegnazione sperimentale (forward genetics e reverse genetics). Modelli evolutivi e filogenesi molecolare. Metodi per la creazione degli alberi filogenetici: basati sul calcolo delle distanze genetiche (es. UPGMA) o sull’analisi dei singoli siti (es. Massima Parsimonia). L’orologio molecolare: dalla divergenza molecolare alla stima temporale. Esempi di analisi filogeografica applicata allo studio dell’origine ed evoluzione dell’Uomo moderno. Genetica della percezione del gusto nell’Uomo

La verifica dell’apprendimento avverrà attraverso esame orale e tramite verifica delle attività svolte in laboratorio. Lettura critica di lavori scientifici Gli studenti e le studentesse con disabilità e/o con DSA sono invitati/e a visitare la pagina dedicata agli strumenti e alle misure previste e a concordare preventivamente quanto necessario con il/la docente (https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa)

Brown TA – Genomi 4. Edises e altro materiale didattico fornito dal docente

Comprensione del ruolo svolto dagli alimenti nell’influenzare lo stato di salute dell’uomo sia in termini di malattie infettive che cronico- degenerative. Conosceranno inoltre le strategie per tenere sotto controllo la qualità alimentare e la normativa che ne disciplina l’applicazione.

Stato di salute e malattia, determinanti di salute. Prevenzione e promozione dello stato di salute. L’approccio epidemiologico nello studio dei determinanti di salute. Gli alimenti come determinanti di salute. Contaminazioni microbiche , chimiche e fisiche. I controlli di qualità negli alimenti. Normativa.

Microbiologia

Lezioni frontali con l'ausilio del power point. In caso di emergenza sanitaria che richieda un distanziamento sociale si procederà con la didattica a distanza.

Definizione di Igiene e Igiene degli alimenti. Definizione di stato di salute e malattia. Cause di malattia e fattori di rischio. Determinanti di salute. Cenni di epidemiologia: studi osservazionali, misure di frequenza e misure di associazione Alimenti e malattie cronico-degenerative (i tumori). Alimenti e malattie infettive_la catena del contagio_profilassi (disinfezione, sterilizzazione e disinfestazione) Contaminanti microbiologici negli alimenti: esempi di malattie infettive trasmesse dagli alimenti (malattie di origine batterica, virale, fungina, e parassitaria); Fattori di crescita microbica e meccanismi di controllo . Contaminanti chimici negli alimenti: diossine, IPA, micotossine Contaminanti fisici negli alimenti Normativa: Pacchetto Igiene, HACCP, Etichettatura.

Esame orale come unica prova finale. Allo studente verranno poste circa 3 domande che spazieranno su tutto il programma. La durata dell'esame sarà di circa 30 minuti.

• Carla Roggi e Giovanna Turconi Igiene degli alimenti e nutrizione umana. ed EMSI - Farris, Gobbetti, Neviani, Vincenzini. Microbiologia dei prodotti alimentari. Casa editrice ambrosiana. - Messineo, Conti, Letizia, Tigani. Igiene e procedure diautocontrollo: HACCP nella ristorazione.

Al termine del corso lo studente dovrà conoscere e comprendere i meccanismi fisiopatologici, cellulari e molecolari, che sottostanno alle risposte immunitarie e alle alterazioni delle risposte immunitarie nei diversi tipi di ipersensibilità e nell’autoimmunità. Dovrà quindi avere l'abilità di associare i meccanismi effettori dell'immunità alle diverse situazioni patologiche. Lo studente dovrà inoltre conoscere e comprendere il ruolo del sistema immunitario nelle malattie correlate alle risposte immunitarie nell'intestino, nel rigetto dei trapianti e nel controllo dei tumori.

Il Sistema Immunitario in Fisiologia: risposte immunitarie umorale e cellulo-mediata nella difesa verso i patogeni. Il Sistema Immunitario In Patologia: alterazioni della risposta immunitaria nell’autoimmunità, nelle malattie correlate alle risposte immunitarie nell'intestino e nei diversi tipi di ipersensibilità, esempi di patologie umane. Immunologia dei Trapianti. Immunità e Tumori.

Al fine di comprendere i contenuti trattati nel Corso di Immunopatologia, lo studente deve possedere conoscenze di Biologia Cellulare e Molecolare (indispensabile), Biochimica (indispensabile), Genetica (importante), Anatomia (utile), Istologia (utile).

Lezioni Frontali in aula su tutti gli argomenti di Immunologia con proiezioni e discussione di diapositive. Alcuni selezionati argomenti saranno poi approfonditi e ridiscussi dagli studenti.

-CARATTERISTICHE GENERALI DEL SISTEMA IMMUNITARIO- Immunità innata e specifica. Caratteristiche principali e meccanismi effettori delle risposte immuni specifiche. Fasi della risposta immunitaria. -IMMUNOGLOBULINE- Struttura molecolare degli anticorpi. Interazione antigene-anticorpo. Classi di Immunoglobuline e caratteristiche Isotipo specifiche. Funzioni degli anticorpi: gli anticorpi di membrana come recettore per l'antigene dei linfociti B; Neutralizzazione; Attivazione del Complemento; Opsonizzazione e Fagocitosi; Citotossicità Cellulare Anticorpo-Dipendente. -COMPLESSO MAGGIORE DI ISTOCOMPATIBILITÀ (MHC)- Organizzazione dei geni MHC. Struttura, funzione, distribuzione cellulare e regolazione dell'espressione delle molecole MHC di classe I e di classe II. Caratteristiche delle interazioni dei peptidi con le molecole MHC. -PROCESSAZIONE E PRESENTAZIONE DELL'ANTIGENE AI LINFOCITI T- Caratteristiche degli antigeni riconosciuti dai linfociti T. Cellule che presentano l'antigene (APC). Ruolo delle APC nell'attivazione dei linfociti T. Biologia cellulare della processazione dell'antigene. Meccanismi di processazione e presentazione degli antigeni esogeni in associazione con MHC-II ai linfociti T CD4+. Processazione e presentazione degli antigeni endogeni in associazione con MHC-I ai linfociti T CD8+. Significato fisiologico della presentazione dell'antigene in associazione con MHC. -RECETTORE PER L'ANTIGENE DEI LINFOCITI T (TCR)- Struttura e funzioni del TCRalfa/beta. Struttura e funzioni del complesso CD3 e proteine Zeta, dei corecettori CD4 e CD8, dei costimolatori e inibitori: CD28, CTLA4 e PD1. -RISPOSTA IMMUNITARIA CELLULO-MEDIATA- Migrazione delle APC e dei linfociti T naive negli organi linfoidi secondari. Riconoscimento antigene. Interazioni cellulari e priming delle cellule T naive. Trasduzione del segnale. Attivazione e differenziazione della sottopopolazione di linfociti T helper (Th) (Th1, Th2, Th17): ruolo e funzioni delle citochine coinvolte nella differenziazione dei Th. Attivazione macrofagica da Th1 e funzioni effettrici Th1. Attivazione di eosinofili e macrofagi da Th2 e funzioni effettrici Th2. Funzioni effettrici Th17. Attivazione, differenziazione e funzioni effettrici dei linfociti T citotossici. Meccanismi di citotossicità. -RISPOSTA IMMUNITARIA UMORALE- Riconoscimento dell’antigene e attivazione dei linfociti B. Trasduzione del segnale. Successione di eventi nelle risposte anticorpali verso antigeni timo-dipendenti. Caratteristiche, differenziazione e funzioni dei Th follicolari nella attivazione dei linfociti B. Interazioni e segnali tra cellule T e cellule B. Reazioni del centro germinativo: i) scambio di classe e meccanismi molecolari; ii) maturazione dell'affinità: mutazioni somatiche e meccanismi molecolari, selezione cellule B nei follicoli; iii) differenziazione dei linfociti B effettori e memoria. Risposte anticorpali verso antigeni timo-indipendenti. -TOLLERANZA IMMUNOLOGICA- Caratteristiche generali della tolleranza al self. Meccanismi di tolleranza centrale e periferica dei linfociti T e B. -MALATTIE CAUSATE DA ALTERAZIONI DELLE RISPOSTE IMMUNITARIE – AUTOIMMUNITÀ- Meccanismi cellulari e molecolari di autoimmunità. Perdita dei meccanismi responsabili della tolleranza al self. Alterazioni linfocitarie coinvolte nell’autoimmunità. Fattori genetici nell’autoimmunità. Fattori ambientali nell’autoimmunità. Ruolo delle infezioni nell’autoimmunità. Malattie autoimmuni organo-specifiche e sistemiche: meccanismi immunitari effettori responsabili del danno cellulare e tissutale. Esempi di malattie autoimmuni umane. -MALATTIE CAUSATE DA ALTERAZIONI DELLE RISPOSTE IMMUNITARIE –IPERSENSIBILITÀ- Basi immunologiche delle malattie di ipersensibilità. Fase di sensibilizzazione e di scatenamento delle reazioni di ipersensibilità. Meccanismi di danno cellulare e tissutale. -IPERSENSIBILITÀ DI I° TIPO O IMMEDIATA- Sensibilizzazione e produzione di IgE. Natura degli allergeni. Fattori genetici e ambientali. Attivazione dei linfociti Th2. Meccanismi effettori delle reazioni di Ipersensibilità di I° tipo: ruolo delle IgE, ruolo ed attivazione dei mastociti, basofili e eosinofili. Mediatori derivati da mastociti, basofili ed eosinofili e loro effetti. Risposte precoci e tardive. Esempi di patologie a base allergica nell’uomo. -IPERSENSIBILITA’ DI II TIPO- Meccanismi del danno causato dagli anticorpi citotossici. Principali manifestazioni: reazioni trasfusionali, anemia emolitica del neonato, anemia da farmaci. -IPERSENSIBILITA’ DI III TIPO- Meccanismi del danno causato dagli immunocomplessi circolanti. Fattori che determinano la patogenicità degli immunocomplessi. Principali manifestazioni di ipersensibilità di III tipo: reazioni localizzate (reazione di Arthus) e reazioni sistemiche (malattia da siero). - IPERSENSIBILITA’ DI IV TIPO- Fase di sensibilizzazione: attivazione dei macrofagi; attivazione e migrazione linfociti Th1; citochine. Meccanismi di danno tissutale causato dai linfociti TH1 e CTL. Esempi di patologie umane causate da ipersensibilità di tipo ritardato: dermatite da contatto, reazione di tipo tubercolinico, ipersensibilità granulomatosa. -IL TRAPIANTO ALLOGENICO- Basi molecolari e cellulari del riconoscimento allogenico. Risposta immunitaria al trapianto allogenico. Meccanismi effettori del rigetto: rigetto iperacuto; rigetto acuto; rigetto cronico. Prevenzione e trattamento del rigetto dei trapianti. Trapianto di midollo osseo. Malattia da reazione del trapianto verso l’ospite. -IMMUNITA’ E TUMORI- Antigeni tumorali e immunogenicità delle cellule tumorali. Meccanismi effettori dell’immunità contro i tumori: risposte innate e specifiche. Meccanismi di evasione della risposta immune da parte dei tumori. Immunoterapia dei tumori. Stimolazione delle risposte antitumorali dell’ospite: vaccini antitumorali. Immunoterapia passiva con linfociti T ed anticorpi.

L’esame prevede una prova orale. La prova orale consisterà in una discussione della durata di circa 25-30 minuti, finalizzata ad accertare il livello di conoscenza e la capacità di comprensione dei contenuti del corso, nonché la capacità di sintesi ed integrazione delle conoscenze, raggiunti dallo studente. La prova orale consentirà anche di valutare la capacità espositiva e la proprietà di linguaggio dello studente. La prova orale consisterà in quattro domande su argomenti svolti durante il corso. Una di queste domande verterà sulle strutture molecolari del sistema immunitario e sulla loro funzione integrata nel mediare i meccanismi cellulari e molecolari delle risposte immunitarie. Tre altre domande verteranno sui meccanismi alla base delle alterazioni delle risposte immunitarie e sul ruolo del sistema immunitario nell’ipersensibilità, nell’autoimmunità, nel rigetto dei trapianti e nel controllo dei tumori. "Gli studenti e le studentesse con disabilità e/o con DSA sono invitati/e a visitare la pagina dedicata agli strumenti e alle misure previste e a concordare preventivamente quanto necessario con il/la docente (https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa)".

Abbas A.K., Lichtman A.H., Pillai S. Immunologia Cellulare e Molecolare. Decima Edizione, 2022, Edra Editore. Murphy K., Weaver C.. Janeway C.A., Immunobiologia. Nona edizione, 2019, Piccin Editore.

Lo studente deve conoscere le metodiche maggiormente utilizzate in studi biochimici per le analisi quali/quantitative delle principali molecole biologiche.

Strumentazione e principi di base dei metodi biochimici. Tecniche di centrifugazione, dialisi. Le tecniche cromatografiche. I dosaggi enzimatici. Tecniche spettroscopiche. Elettroforesi . Proteomica

Conoscenze di base di Chimica Organica e di Biochimica.

Lezioni in aula.

Introduzione: come si progetta, si esegue e si interpreta un esperimento. Lavorare in un laboratorio: la strumentazionedi base (il pH-metro). Come si prepara una soluzione: controllo del pH delle soluzioni. L'estrazione delle proteine da una fonte biologica. La rottura delle cellule e l'omogeneizzazione dei tessuti. La separazione degli organelli o componenti subcellulari. I metodi di frazionamento di miscele proteiche. Le tecniche di centrifugazionee i metodi di precipitazione delle proteine. I principi delle tecniche cromatografiche. La cromatografia a esclusione molecolare o gel-filtrazione. La cromatografia a scambio ionico. La cromatografia di affinità. La cromatografia di ripartizione: cromatografia su strato sottile. La cromatografia di adsorbimento: su idrossiapatite o per interazioni idrofobiche. La cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC). I dosaggi enzimatici. Le misure dell'attività enzimatica. Tecniche spettroscopiche-, spettroscopie di emissione e di assorbimento, assorbanza e trasmittanza, spettrofotometria UV/visibile, transizioni elettroniche, caratteristiche dei cromofori, legge di Lambert-Beer, lo spettrofotometro applicazioni della spettrofotometria UV/visibile, Rette di tarature per analisi quantitative. Metodi per il dosaggio delle proteine: bradford, biureto, BCA, Lowry. Principi della spettroscopia di fluorescenza, alcune applicazioni in biochimica. lo spettrofluorimetro, Fosforescenza (cenni)- (3 ore). Tecniche elettroforetiche: Principi generali. Elettroforesi su Gel di agarosio e poliacrilammide (PAGE) e criteri di utilizzo. Elettroforesi orizzontale e verticale Elettroforesi su SDS-PAGE ed elettroforesi in condizioni native. Colorazione dei gel: Comassie brilliant Blue, Silver staining, colorandi fluorescenti e criteri di utilizzo; bromuro di etidio. (2 ore Techiche di Blotting: principi generali, cenni di Southern e Northern Blotting., Wester Blotting: trasferimento, Rivelazione delle proteine: tramite colorazione su membrana (Ponceau S) o con anticorpi coniugati ad enzimi. Immunoblotting: le diverse fasi (1 ora). Proteomica: principi generali, approccio gel based e gel free. Elettroforesi bidimensionale: Preparazione del campione, isolettrofocalizzazione, equilibrazione, SDS Page. Colorazione dei gel. Techica DIGE. Analisi densitometrica differenziale dei gel. Spettrometria di massa e fingerprinting proteico: MALDI-TOF, and ESI-. Analisi in banca dati per l'identificazione della proteina (4 ore).

Esame orale sugli argomenti del corso.

Wilson K., Walker J., Biochimica e biologia molecolare, Principi e tecniche EDs. 2019, Casa Editrice Raffaello Cortina. Maccarrone M., Metodologie Biochimiche e Biomolecolari, Casa Editrice Zanichelli. Bonaccorsi di Patti M.C., Contestabile R., Di Salvo M.L., Metodologie biochimiche, Casa Editrice Zanichelli.

Lo studente deve conoscere le metodiche maggiormente utilizzate in studi biochimici per le analisi quali/quantitative delle principali molecole biologiche.

Strumentazione e principi di base dei metodi biochimici. Tecniche di centrifugazione, dialisi. Le tecniche cromatografiche. I dosaggi enzimatici. Tecniche spettroscopiche. Elettroforesi . Proteomica

Conoscenze di base di Chimica Organica e di Biochimica.

Lezioni in aula.

Introduzione: come si progetta, si esegue e si interpreta un esperimento. Lavorare in un laboratorio: la strumentazionedi base (il pH-metro). Come si prepara una soluzione: controllo del pH delle soluzioni. L'estrazione delle proteine da una fonte biologica. La rottura delle cellule e l'omogeneizzazione dei tessuti. La separazione degli organelli o componenti subcellulari. I metodi di frazionamento di miscele proteiche. Le tecniche di centrifugazionee i metodi di precipitazione delle proteine. I principi delle tecniche cromatografiche. La cromatografia a esclusione molecolare o gel-filtrazione. La cromatografia a scambio ionico. La cromatografia di affinità. La cromatografia di ripartizione: cromatografia su strato sottile. La cromatografia di adsorbimento: su idrossiapatite o per interazioni idrofobiche. La cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC). I dosaggi enzimatici. Le misure dell'attività enzimatica. Tecniche spettroscopiche-, spettroscopie di emissione e di assorbimento, assorbanza e trasmittanza, spettrofotometria UV/visibile, transizioni elettroniche, caratteristiche dei cromofori, legge di Lambert-Beer, lo spettrofotometro applicazioni della spettrofotometria UV/visibile, Rette di tarature per analisi quantitative. Metodi per il dosaggio delle proteine: bradford, biureto, BCA, Lowry. Principi della spettroscopia di fluorescenza, alcune applicazioni in biochimica. lo spettrofluorimetro, Fosforescenza (cenni)- (3 ore). Tecniche elettroforetiche: Principi generali. Elettroforesi su Gel di agarosio e poliacrilammide (PAGE) e criteri di utilizzo. Elettroforesi orizzontale e verticale Elettroforesi su SDS-PAGE ed elettroforesi in condizioni native. Colorazione dei gel: Comassie brilliant Blue, Silver staining, colorandi fluorescenti e criteri di utilizzo; bromuro di etidio. (2 ore Techiche di Blotting: principi generali, cenni di Southern e Northern Blotting., Wester Blotting: trasferimento, Rivelazione delle proteine: tramite colorazione su membrana (Ponceau S) o con anticorpi coniugati ad enzimi. Immunoblotting: le diverse fasi (1 ora). Proteomica: principi generali, approccio gel based e gel free. Elettroforesi bidimensionale: Preparazione del campione, isolettrofocalizzazione, equilibrazione, SDS Page. Colorazione dei gel. Techica DIGE. Analisi densitometrica differenziale dei gel. Spettrometria di massa e fingerprinting proteico: MALDI-TOF, and ESI-. Analisi in banca dati per l'identificazione della proteina (4 ore).

Esame orale sugli argomenti del corso.

Wilson K., Walker J., Biochimica e biologia molecolare, Principi e tecniche EDs. 2019, Casa Editrice Raffaello Cortina. Maccarrone M., Metodologie Biochimiche e Biomolecolari, Casa Editrice Zanichelli. Bonaccorsi di Patti M.C., Contestabile R., Di Salvo M.L., Metodologie biochimiche, Casa Editrice Zanichelli.

Lo studente deve conoscere le metodiche maggiormente utilizzate in studi biochimici per le analisi quali/quantitative delle principali molecole biologiche.

Strumentazione e principi di base dei metodi biochimici. Tecniche di centrifugazione, dialisi. Le tecniche cromatografiche. I dosaggi enzimatici. Tecniche spettroscopiche. Elettroforesi . Proteomica

Conoscenze di base di Chimica Organica e di Biochimica.

Lezioni in aula.

Introduzione: come si progetta, si esegue e si interpreta un esperimento. Lavorare in un laboratorio: la strumentazionedi base (il pH-metro). Come si prepara una soluzione: controllo del pH delle soluzioni. L'estrazione delle proteine da una fonte biologica. La rottura delle cellule e l'omogeneizzazione dei tessuti. La separazione degli organelli o componenti subcellulari. I metodi di frazionamento di miscele proteiche. Le tecniche di centrifugazionee i metodi di precipitazione delle proteine. I principi delle tecniche cromatografiche. La cromatografia a esclusione molecolare o gel-filtrazione. La cromatografia a scambio ionico. La cromatografia di affinità. La cromatografia di ripartizione: cromatografia su strato sottile. La cromatografia di adsorbimento: su idrossiapatite o per interazioni idrofobiche. La cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC). I dosaggi enzimatici. Le misure dell'attività enzimatica. Tecniche spettroscopiche-, spettroscopie di emissione e di assorbimento, assorbanza e trasmittanza, spettrofotometria UV/visibile, transizioni elettroniche, caratteristiche dei cromofori, legge di Lambert-Beer, lo spettrofotometro applicazioni della spettrofotometria UV/visibile, Rette di tarature per analisi quantitative. Metodi per il dosaggio delle proteine: bradford, biureto, BCA, Lowry. Principi della spettroscopia di fluorescenza, alcune applicazioni in biochimica. lo spettrofluorimetro, Fosforescenza (cenni)- (3 ore). Tecniche elettroforetiche: Principi generali. Elettroforesi su Gel di agarosio e poliacrilammide (PAGE) e criteri di utilizzo. Elettroforesi orizzontale e verticale Elettroforesi su SDS-PAGE ed elettroforesi in condizioni native. Colorazione dei gel: Comassie brilliant Blue, Silver staining, colorandi fluorescenti e criteri di utilizzo; bromuro di etidio. (2 ore Techiche di Blotting: principi generali, cenni di Southern e Northern Blotting., Wester Blotting: trasferimento, Rivelazione delle proteine: tramite colorazione su membrana (Ponceau S) o con anticorpi coniugati ad enzimi. Immunoblotting: le diverse fasi (1 ora). Proteomica: principi generali, approccio gel based e gel free. Elettroforesi bidimensionale: Preparazione del campione, isolettrofocalizzazione, equilibrazione, SDS Page. Colorazione dei gel. Techica DIGE. Analisi densitometrica differenziale dei gel. Spettrometria di massa e fingerprinting proteico: MALDI-TOF, and ESI-. Analisi in banca dati per l'identificazione della proteina (4 ore).

Esame orale sugli argomenti del corso.

Wilson K., Walker J., Biochimica e biologia molecolare, Principi e tecniche EDs. 2019, Casa Editrice Raffaello Cortina. Maccarrone M., Metodologie Biochimiche e Biomolecolari, Casa Editrice Zanichelli. Bonaccorsi di Patti M.C., Contestabile R., Di Salvo M.L., Metodologie biochimiche, Casa Editrice Zanichelli.

Il corso consente allo studente di: - apprendere i principi di funzionamento, gli strumenti e le metodologie di base ed avanzate dell’indagine cito-istologica - acquisire specifiche competenze nell’applicazione degli strumenti e delle metodologie di indagine cito-istologica in ambito scientifico-sperimentale, biomedico e ambientale e nella valutazione dei relativi risultati

Strumenti di indagine cito-istologica: microscopi ottici e microscopi elettronici. Metodi di preparazione di campioni cito-istologici per l'osservazione microscopica: principi e modalità di esecuzione. Colorazioni istomorfologiche, istochimiche, istoenzimatiche, immunoistochimiche. Ibridazione in situ. Citologia diagnostica. Istopatologia

Il corso presuppone le conoscenze di base in materia di Citologia e Istologia, di Anatomia e di Biologia molecolare

Il corso è articolato in: - lezioni frontali inerenti agli argomenti indicati nel programma - esercitazioni in laboratorio inerenti ad alcuni argomenti indicati nel programma

Strumenti dell'indagine cito-istologica: microscopio in campo chiaro, microscopio in campo oscuro, microscopio in contrasto di fase, microscopio in contrasto di polarizzazione, microscopio per fluorescenza, microscopio confocale a scansione laser, microscopio multifotone, microscopio a fluorescenza in super-risoluzione, microscopio elettronico a trasmissione e a scansione Metodi di preparazione di campioni cito-istologici per l'osservazione microscopica: preparazione a fresco, preparazione mediante fissazione e colorazione (metodi di prelievo; metodi fisici e chimici di fissazione; inclusione in paraffina e in resine plastiche; sezionamento al criostato, microtomo e ultramicrotomo; classificazione dei coloranti; modalità di esecuzione delle colorazioni; tecniche di contrasto) Colorazioni istomorfologiche, citochimiche e istochimiche, istoenzimatiche, immunoistochimiche. Ibridazione in situ Citologia diagnostica: tecniche di raccolta di campioni citologici; tecniche di allestimento di preparati citologici; prefissazione e fissazione di preparati citologici; colorazioni e immunocolorazioni di preparati citologici; montaggio e controllo di qualità di preparati citologici Istopatologia: istopatologia nella diagnosi delle malattie infettive e negli studi di analisi ambientale

L'esame consiste in una prova orale finalizzata ad accertare il livello di conoscenza della materia conseguito dallo studente ed a verificare la capacità di sintesi e la proprietà di linguaggio nell’esposizione Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Materiale fornito dal docente

Apprendimento dei nuovi approcci molecolari allo studio dei microrganismi e delle potenzialità e metodi delle biotecnologie microbiche

Il Corso affronta gli aspetti molecolari della moderna microbiologia approfondendo le basi evoluzionistiche e genomiche della diversità microbica e i nuovi approcci metodologici per il suo studio. Inoltre, il corso introduce le applicazioni industriali e biotecnologiche dei microrganismi e dei prodotti del loro metabolismo

Conoscenza di nozioni di base (livello di LT) della biologia dei microrganismi e di metodiche di biologia molecolare

Lezioni frontali in aula ed esercitazioni pratiche presso i laboratori

Parte I: STUDIO DELLA DIVERSITÀ MICROBICA. I microrganismi nei diversi comparti ambientali; Aspetti genomici e molecolari dell'evoluzione microbica. Microrganismi coltivabili e non coltivabili; Microbiologia tradizionale e molecolare; Isolamento dei microrganismi dall'ambiente e da campioni clinici; Caratterizzazione tassonomica molecolare dei microrganismi; Metodi molecolari per lo studio delle comunità microbiche e delle loro attività funzionali; Metagenomica. Parte II: LA MICROBIOLOGIA INDUSTRIALE E LE BIOTECNOLOGIE MICROBICHE I microrganismi di interesse industriale e biotecnologico; Screening e miglioramento dei ceppi; Fermentatori e bioreattori; Scale-up e ottimizzazione dei processi industriali; Metaboliti primari e secondari; Biotrasformazioni; Biotecnologie ambientali

Esame orale su intero programma del corso e su eventuali argomenti integrativi, trattati a lezione e durante le esercitazioni pratiche in laboratorio, e comprendente la discussione di un articolo scientifico pubblicato su riviste internazionali che tratti di tematiche microbiologiche affrontate con le metodiche presentate durante il corso (a scelta dello studente)

non disponibile

Alla fine del corso gli studenti acquisiranno le chiavi per la lettura e l'interpretazione del paesaggio. Conosceranno le principali normative europee per la salvaguardia e conservazione di specie e habitat. Acquisiranno le competenze di base per pianificare criticamente un piano di monitoraggio. Infine verrà data l’opportunità di accrescere le loro competenze in ambito cartografico utilizzando l’open source Qgis. Particolare attenzione verrà data alle rete Natura 2000 e alle specie vegetali della regione Umbria

Le comunità vegetali e le loro caratteristiche ecologiche. La Direttiva 92/43/CEE. I principali sistemi europei di classificazione (Natura 2000, EUNIS, Corine Biotopes e Corine Land Cover). Le Zone Speciali di Conservazione (ZSC) e le Zone di Protezione Speciale (ZPS) della regione Umbria. Le principali pressioni e minacce che insistono sugli habitat con particolare attenzione al cambio climatico e alle specie invasive. Le principali specie invasive, le endemiche e rare, e le specie di direttiva della regione Umbria. I metodi di monitoraggio della vegetazione. Elementi di cartografia della vegetazione.

Non ci sono prerequisiti per partecipare al corso. There are no prerequisites to take the course.

• Lezioni frontali tradizionali, supportate da immagini PPT, accompagnate da didattica interattiva. - Esercitazioni per la determinazione di specie vegetali. - Visite in campo con esercitazioni sul monitoraggio delle specie aliene invasive. - Laboratorio di cartografia con QGIS

Le comunità vegetali, dalla fitosociologia alla Direttiva Habitat. - La Direttiva habitat - I principali sistemi europei di classificazione (Natura 2000, EUNIS, Corine Biotopes e Corine Land Cover) - Le Zone Speciali di Conservazione (ZSC) e le Zone di Protezione Speciale (ZPS) della regione Umbria - Gli habitat di interesse comunitario (Allegato I) - Habitat acquatici e ripariali - Habitat costieri - Habitat di torbiera - Habitat di prateria - Habitat arbustivi e rupestri - Habitat forestali - Le pressioni e minacce - Le principali specie invasive, le endemiche e rare, e le specie di direttiva della regione Umbria - Metodologie di campionamento e tecniche di monitoraggio degli habitat e delle specie - Elementi di cartografia di specie e habitat - Attività di campo per monitoraggio delle specie e habitat - Attività di laboratorio per l’analisi dei dati raccolti - Attività di laboratorio di cartografia

Prova orale finale: Gli studenti dovranno rispondere a domande sugli argomenti trattati durante il corso e nelle attività di campo.

Testi di riferimento TESTI_RIF Sì - Dispense redatte dal titolare del corso - Angelini P., Casella L., Grignetti A., Genovesi P., (ed.). Manuali per il monitoraggio di specie e habitat di interesse comunitario (Direttiva 92/43/CEE) in Italia: habitat. ISPRA, Serie Manuali e Linee Guida, 142/2016. https://www.isprambiente.gov.it/public_files/direttivahabitat/ Manuale-142-2016.pdf - Celesti-Grapow et al., 2010. "Flora vascolare alloctona e invasiva delle regioni d'Italia". http://bot.biologia.unipi.it/chiavi/dpn_flora_alloctona.pdf - DIRETTIVA 92/43/CEE DEL CONSIGLIO del 21 maggio 1992 relativa alla conservazione degli habitat naturali e seminaturali e della flora e della fauna selvatiche. europa.eu/LexUriServ/LexUriServ.do?uri=CONSLEG:1992L0043:20070 101:IT:PDF - Galasso et al., 2018. “An updated checklist of the vascular flora alien to I t a l y ” : https://flore.unifi.it/retrieve/handle/2158/1118806/312971/Galasso%20et %20al.%20_Alien%20Flora_Italy_PlBiosyst_2018.pdf - Manuale utente di QGISfiles/direttivahabitat/ Manuale-142-2016.pdf - Celesti-Grapow et al., 2010. "Flora vascolare alloctona e invasiva delle regioni d'Italia". http://bot.biologia.unipi.it/chiavi/dpn_flora_alloctona.pdf - DIRETTIVA 92/43/CEE DEL CONSIGLIO del 21 maggio 1992 relativa alla conservazione degli habitat naturali e seminaturali e della flora e della fauna selvatiche. Lecture notes - Angelini P., Casella L., Grignetti A., Genovesi P., (ed.). Manuali per il monitoraggio di specie e habitat di interesse comunitario (Direttiva 92/43/CEE) in Italia: habitat. ISPRA, Serie Manuali e Linee Guida, 142/2016. https://www.isprambiente.gov.it/public_files

Comprensione delle basi biologiche della memoria.

Il corso di NEUROBIOLOGY studia le basi biologiche della memoria.

Al fine di poter comprendere i contenuti del corso lo studente deve possedere le seguenti conoscenze:1) Principi di Chimica, Fisica, Anatomia e Biochimica. 2) Principi di Fisiologia Generale. 3) Conoscenza della struttura delle proteine di membrana, con particolare riferimento ai canali ionici.

L'attività didattica sarà svolta mediante lezioni frontali.

Tipi, fasi e processi della memoria Tipi di memoria: memoria esplicita e memoria implicita. Memoria implicita: condizionamento classico. Fasi della memoria: sensoriale, a breve termine, a lungo termine. Processi della memoria: encoding, storage, retrival. Localizzazione della memoria: studi di lesioni cerebrali. Gall e la dottrina frenologica. Broca e l’area di broca - Wernicke e l’area di Wernicke. Lashley e la memoria diffusa. Milner e il paziente H.M. Aplysia come modello per lo studio della memoria implicita Kandel e il suo percorso scientifico al Nobel. Approccio riduzionistico nello studio della memoria. Aplysia e il riflesso di retrazione della branchia. Abitudine. Sensibilizazzione a breve termine e a lungo termine. Struttura generale del sistema nervoso in Aplysia. Circuiti neurali nel riflesso di retrazione della branchia. Meccanismo e trasduzione della sensibilizzazione a lungo termine. Memoria a lungo termine e sintesi proteica. Memoria a lungo termine e sviluppo si nuovi bottoni sinaptici. Esperimenti di sensibilizzazione in vitro e ruolo della serotonina. Il topo come modello per lo studio della memoria esplicita Memoria esplicita e ippocampo. Anatomia dell’ippocampo: collaterale di Shaffer e neuroni piramidali CA1. Potenziamento a lungo termine (LTP): fase precoce e tardiva. Meccanismo della fase precoce dell’LTP. Ruolo dei recettori del glutammato. Recettori AMPA e NMDA. Test comportamentali su topo: protocolli di condizionamento. ‘Place cells’ in ippocampo e loro proprieta’. ‘Place cells’ e gli esperimenti con topi transgenici R(AB).

Esame orale. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Non e' adottato nessun libro di testo di riferimento. In sostituzione, abbiamo costruito negli anni una dettagliata serie di slide (>150) che contiene essenzialmente tutte le informazioni lo studenti deve sapere per un'eccellente prova di esame. Le sopradette slide sono inoltre traccia utile per ulteriori approfonfimenti che lo studente voglia sviluppare sui vari argomenti.

L'insegnamento si propone di far acquisire agli/alle studenti le nozioni fondamentali della Paleontologia teorica ed evolutiva nonché le relazioni esistenti tra Geologia, Biologia, Paleontologia e altre Scienze Naturali. La seconda parte del corso offre approfondimenti sulle applicazioni biostratigrafiche e sul riconoscimento dei principali gruppi di invertebrati fossili.

Paleontologia: origini e generalità. Paleontologia e Tempo geologico. Cenni di sistematica e tassonomia. Tafonomia. Biostratigrafia e biocronologia. Storia della vita sulla Terra e estinzioni di massa. Riconoscimento dei principali gruppi di invertebrati fossili.

Basi di sistematica, tassonomia e nomenclatura zoologica. Basi di biologia evoluzionistica. Basi di geologia generale, con particolare riferimento alle rocce sedimentarie.

Lezioni frontali e sessioni di laboratorio con analisi di campioni paleontologici.

PARTE TEORICA (5 CFU): - Introduzione alla Paleontologia - Origini della Paleontologia - Tempo Geologico - Basi di Classificazione e Tassonomia - Tafonomia - Storia della vita sulla Terra e estinzioni di massa - Biostratigrafia e Biocronologia PARTE PRATICA (1 CFU): Morfologia, sistematica e importanza paleontologica dei seguenti phyla animali: - Porifera - Cnidaria (soprattutto coralli) - Brachiopoda - Bryozoa - Arthropoda (soprattutto trilobiti) - Mollusca - Echinodermata - Hemichordata (soprattutto graptoliti). Riconoscimento e descrizione di esemplari fossili appartenenti ai suddetti phyla.

Esame orale. La prova consiste in una discussione di circa 30 minuti per accertare il livello di conoscenza e la capacità di comprensione dei contenuti teorici e pratici previsti dal programma. Verifica della capacità di comunicazione, proprietà di linguaggio (soprattutto linguaggio tecnico-scientifico) e capacità di correlazione tra le conoscenze teoriche e gli aspetti pratici. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA: https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Testo di riferimento: Società Paleontologica Italiana (a dura di) - 2022 - Manuale di Paleontologia. Fondamenti-Applicazioni. Seconda Edizione Edizioni Idelson Gnocchi Altri testi: Benton M.J. & Harper M.T. - 2020 - Introduction to Paleobiology and the Fossil Record. Second Edition. Wiley Blackwell

The first and foremost goal is to understand and apply methods and tools available to analyze molecular data in the public domain. The course should enable students to make use of the data e.g. to infer biological function.

Introduction to Systems Biology and “omics” (genomics, transcriptomics and proteomics) approaches. Specific opportunities and limits of big data approaches in biology and biotechnology. The roles and limits of model species in general and the case of Arabidopsis thaliana. Computational approaches to, and tools for the interpretation of “omics” data. Methods to infer function from transcriptome and proteome data. Form data analyses to data interpretation; inferences form expression correlation and promotor analyses. The value and making of mutants as tools for the study of molecular function and the analyses of metabolic pathways and signaling transduction networks. Identification of functional domains (e.g. catalytic centers or ligand binding sites) based on amino acid sequence motifs and structural modeling. Experimental testing of structural predictions and the use of site directed mutagenesis to establish structure-function relationships. Conserved functional motifs and homology modeling to predict hidden moonlighting functional sites. The course will provide an overview and specific examples of systems based research approaches and tools for the interpretation of large biological data sets. In addition, we will be reviewing tools that enable the identification and molecular characterization of functional domains. There will be an emphasis on model systems (mainly but not exclusively Arabidopsis) and finally, we will be discussing applications in biotechnology in general and metabolic engineering in particular.

The prerequisite is a reasonable understanding of Molecular Biology and Biochemistry - and in particular a knowledge of gene structure and function.

The course contains lectures, on-line exercises (so bring your laptop computer to class) and presentations/seminars.

N/A

Students will have to give a presentation that will be assessed and will do three assignments that will be marked. The oral examination at the end serves the purpose of verifying that the student has grasped the theoretical of the background of the assignments.

We do not use a specific textbook - but many of the standard textbooks in Molecular Biology and Biochemistry will serve as a good starting point for the topics covered. Most of these topics are subject of papers available from PubMed.

The first and foremost goal is to understand and apply methods and tools available to analyze molecular data in the public domain. The course should enable students to make use of the data e.g. to infer biological function.

Introduction to Systems Biology and “omics” (genomics, transcriptomics and proteomics) approaches. Specific opportunities and limits of big data approaches in biology and biotechnology. The roles and limits of model species in general and the case of Arabidopsis thaliana. Computational approaches to, and tools for the interpretation of “omics” data. Methods to infer function from transcriptome and proteome data. Form data analyses to data interpretation; inferences form expression correlation and promotor analyses. The value and making of mutants as tools for the study of molecular function and the analyses of metabolic pathways and signaling transduction networks. Identification of functional domains (e.g. catalytic centers or ligand binding sites) based on amino acid sequence motifs and structural modeling. Experimental testing of structural predictions and the use of site directed mutagenesis to establish structure-function relationships. Conserved functional motifs and homology modeling to predict hidden moonlighting functional sites. The course will provide an overview and specific examples of systems based research approaches and tools for the interpretation of large biological data sets. In addition, we will be reviewing tools that enable the identification and molecular characterization of functional domains. There will be an emphasis on model systems (mainly but not exclusively Arabidopsis) and finally, we will be discussing applications in biotechnology in general and metabolic engineering in particular.

The prerequisite is a reasonable understanding of Molecular Biology and Biochemistry - and in particular a knowledge of gene structure and function.

The course contains lectures, on-line exercises (so bring your laptop computer to class) and presentations/seminars.

N/A

Students will have to give a presentation that will be assessed and will do three assignments that will be marked. The oral examination at the end serves the purpose of verifying that the student has grasped the theoretical of the background of the assignments.

We do not use a specific textbook - but many of the standard textbooks in Molecular Biology and Biochemistry will serve as a good starting point for the topics covered. Most of these topics are subject of papers available from PubMed.

Il corso si propone di offrire gli strumenti per comprendere l'importanza dell'introduzione all'impiego degli strumenti molecolari nella gestione faunistica. Si propone, inoltre, di comprendere come risolvere delle ambiguità tassonomiche e applicare i marcatori molecolari mitocondriali e nucleari - ad esempio di individuazione di una species complex su base molecolare, di descrizione di nuove entità faunistiche, di esempi gestionali su scala nazionale e locale.

Introduzione all'impiego degli strumenti molecolari nella gestione faunistica. Risoluzione ambiguità e applicazione marcatori molecolari mitocondriali e nucleari Esempio di individuazione di una species complex su base molecolare, di descrizione di nuove entità faunistiche, di esempi gestionali su scala nazionale e locale.

nd

Lezioni frontali in aula e in laboratorio. Elaborazioni al computer condotte insieme agli studenti. Elaborazioni frontali condotte dagli studenti. E' fortemente raccomandata una frequenza regolare

Introduzione all'impiego degli strumenti molecolari nella gestione faunistica. Metodologie. molecolari di uso comune: PCR, Enzimi di restrizione. I marcatori molecolari RFLP, teoria. e loro possibile impiego nella gestione faunistica. Marcatori AFLP, microsatellite e SNPs. DNA Barcoding. Introduzione e tipologia di dati. impiegabili in gestione faunistica. Allestimento di una libreria genomica arricchita in microsatelliti: metodica e applicazioni. pratiche. Le collezioni museali: importanza come strumento scientifico. Estrazione del DNA da. campioni conservativi e museali. Equilibrio di Hardy-Weinberg. Calcolo dei tassi di mutazione e migrazione. Selezione e Fitness. teoria e calcolo dei tassi. Inbreeding. Coefficiente di I, F. Statistiche F: calcolo e implicazioni. Risoluzione ambiguità e applicazione marcatori molecolari PCR-RFLP mitocondriali e nucleari. DUI. Estrazione del DNA e corsa elettroforetica in laboratorio. Le banche dati online: importanza ed impiego come strumento molecolare integrato. amplificazione e restrizione dei materiali estratti. il sequenziatore di acidi nucleici: prova. pratica di sequenziamento. Esempio di individuazione di una species complex su base molecolare. Approccio conservativo alla valutazione della presenza di starna italica negli stock. d'allevamento. Rapporto fra AF, dati ambientali e di caratterizzazione. molecolare. Applicazione di metodologie PCR-RFLP a specie di interesse alimentare. Applicazioni pratiche degli algoritmi già studiati, con particolare riguardo alla. trasformazione di gel mcirosatellitari in dati discreti. storia, teoria e primo approccio pratico a filogrammi e cladogrammi. Un esempio locale di tassonomia molecolare. Squalius in Europa, tassonomia molecolare di A. pallipes e del genere Salmo: tre casi. studio esposti dagli studenti.

Prova scritta (2h). Domande a risposta chiusa (20%), domande a risposta a porta (20%) ed esercizi (60%). Voto in trentesimi. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Dispense fornite dal docente. -materiale per flipped classroom - Introduction to Conservation Genetics. Frankham et at. CAMBRIDGE. - Population Genetics for Animal Conservation. Bertorelle et al. CAMBRIDGE.

L’obiettivo principale del corso è la comprensione dei principi fondamentali della chimica analitica strumentale attraverso l’apprendimento di metodi analitici basati sull’utilizzo di tecniche spettroscopiche e cromatografiche. Saranno evidenziate le potenzialità ed i limiti delle metodologie analitiche trattate con esempi di applicazioni in diversi ambiti (ambientale, medico, alimentare, industriale). Verranno discussi metodi di elaborazione dei dati analitici ottenuti sperimentalmente.

Introduzione alla chimica analitica strumentale. Analisi degli errori e statistica. Validazione di un metodo analitico e cifre di merito. Calibrazione e metodi di calibrazione. Spettroscopia ottica. Spettroscopia atomica. Spettroscopia UV-Vis. Colorimetria. Cromatografia

Per una piena e agile comprensione dei contenuti del corso è importante avere delle buone basi di chimica generale.

Il corso è organizzato nel seguente modo: - lezioni frontali in aula su tutti gli argomenti affrontati durante il corso mediante presentazioni PowerPoint; - esercitazioni in aula sui principali argomenti affrontati; - esperienze di laboratorio dimostrative.

1) Definizione dei termini usati in chimica analitica (campione, matrice, analita, interferenza chimica, misura, analisi, differenza tra metodo, protocollo, tecnica e procedura analitici). Classificazione dei metodi analitici in classici e strumentali. 2) La scelta del metodo analitico- cifre di merito. Accuratezza e precisione. L’incertezza nella misura. Errore sistematico e casuale. Sensibilità. Limite di rivelabilità e di quantificazione. Intervallo dinamico e lineare. Selettività. Carte di controllo. 3) Metodi di Calibrazione. Standard primari, materiali di riferimento e materiali di riferimento certificati. Soluzioni standard e bianco. Retta di calibrazione mediante il metodo dei minimi quadrati. Deviazione standard della pendenza, dell’intercetta, della regressione e della concentrazione incognita di analita. Coefficiente di correlazione. Determinazione lod e loq da misure ripetute sul bianco, dalla retta di calibrazione e dal rapporto segnale/rumore. Calibrazione con standard esterno, interno e metodo delle aggiunte standard. 4) METODI SPETTROMETRICI: Introduzione. Proprietà ondulatorie e corpuscolari della radiazione elettromagnetica, interazione radiazione elettromagnetica e materia (riflessione, trasmissione, rifrazione, diffrazione, assorbimento, emissione), lo spettro elettromagnetico, Legge di lambert-beer. METODI SPETTROSCOPICI OTTICI: strumentazione (sorgenti, monocromatori, comparto campione, rivelatori e selettori di lunghezze d’onda) con particolare riferimento alla spettroscopia molecolare UV-Vis e atomica SPETTROSCOPIA ATOMICA: strumentazione per assorbimento, emissione e fluorescenza atomica. Assorbimento atomico: spettro del sodio, sorgenti, fenomeni di allargamento delle righe spettrali, effetto della temperatura, metodi di introduzione di campioni in soluzione e solidi, atomizzazione in fiamma e termoelettrica, descrizione e funzionamento dei due tipi di atomizzatori. Strumentazione per assorbimento atomico. SPETTROSCOPIA UV-VIS. spettroscopia di assorbimento: spettri di assorbimento, spettrofotometri a doppio raggio, a monoraggio e multicanale. Spettrofotometro per misure in riflessione su superficie e campioni solidi, la sfera integratrice. Determinazioni quantitative: legge di Lambert-Beer e sue deviazioni. Spettrofluorimetria: aspetti teorici e strumentazione. La correzione spettrale. Determinazioni quantitative. Colorimetria: aspetti teorici e strumentazione. Origine del colore. Colori sottrattivi e additivi. Il sistema RGB e CLMK. Tonalità, saturazione e luminosità, il modello CIELab. 5) I principi della cromatografia. Origini e definizioni. Classificazione dei metodi cromatografici in base allo stato di aggregazione della fase mobile e stazionaria, in base modalità fisica di contatto tra fase mobile e fase stazionaria e in base alle interazioni tra soluti e fase stazionaria. Cromatografia analitica e preparativa. Bande e picchi cromatografici. Il cromatogramma, il picco cromatografico e sua ampiezza di base, tempo di ritenzione e tempo di ritenzione corretto, tempo morto, velocità di migrazione media dei soluti e della fase mobile. Il coefficiente di ripartizione e sua relazione con la velocità di migrazione dei soluti. Coefficiente di ritenzione e sua relazione con la velocità di migrazione e con i tempi di ritenzione dei soluti. La teoria classica dei piatti teorici e l’efficienza cromatografica. Teoria cinetica delle velocità. L’equazione di Van Deemter. Risoluzione cromatografica. Ottimizzazione di un processo cromatografico. Gascromatografia: definizione e campo di applicazione, L’apparecchiatura, Il gas carrier, Iniettori: split/splitless, on-column e PTV, Le colonne gascromatografiche: impaccate e capillari. La cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC): campo di applicazione, Schema a blocchi, Solventi per cromatografia liquida, degasaggio, pompe HPLC isocratiche e a gradiente, iniettori manuali e automatici. Colonne HPLC: Tipi di fase stazionaria, Particle size, Particle shape, Porosità. Cromatografia ad esclusione, Detector per HPLC: UV Visibile, DAD, ELSD, MS. L’analisi chimica qualitativa e quantitativa con le tecniche cromatografiche: Calibrazione e fattore di risposta, Normalizzazione Interna, Standardizzazione Esterna, Metodo delle Aggiunte.

L'esame prevede una prova orale cioè una discussione orale della durata necessaria ad accertare il livello di conoscenza perseguito dallo studente sugli argomenti affrontati durante le lezioni frontali e sulle tecniche analitiche utilizzate durante le esperienze di laboratorio. Verrà verificata inoltre la capacità dello studente ad esporre i contenuti teorici con un linguaggio scientifico appropriato e il senso critico acquisito nell'affrontare problematiche di carattere applicativo analoghe a quelle che si potrebbero presentare in un laboratorio chimico di ricerca e/o di analisi. Gli studenti e le studentesse con disabilità e/o con DSA sono invitati/e a visitare la pagina dedicata agli strumenti e alle misure previste e a concordare preventivamente quanto necessario con il/la docente (https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

• Materiale didattico fornito dal docente. • Testi universitari di chimica analitica: - “CHIMICA ANALITICA” Sabbatini, Malitesta, Pastore. EdiSES - "CHIMICA ANALITICA QUANTITATIVA". Daniel C. Harris. ZANICHELLI

Al termine del corso, lo studente avrà acquisito conoscenze e competenze nei seguenti ambiti: Etnobotanica: comprensione del valore scientifico e culturale delle tradizioni legate all’uso delle piante in ambito medicinale, alimentare, cosmetico e veterinario, con riferimento ai contesti storici e socio-culturali del bacino mediterraneo; Piante e salute: conoscenza delle principali specie vegetali e delle sostanze naturali di interesse per l’alimentazione e il benessere umano, incluse le potenzialità nutraceutiche; Piante e ambiente: capacità di interpretare il ruolo delle piante come bioindicatori della qualità ambientale, con attenzione alla produzione e dispersione di materiale biologico aerodisperso (pollini, spore); Fitotecnologie e biorisanamento: nozioni di base sull’impiego delle piante in tecnologie ambientali innovative, come il biorisanamento di suoli e acque contaminate; Competenze di laboratorio: acquisizione di tecniche pratiche relative alla coltura in vitro per la conservazione del germoplasma vegetale, alla preparazione di estratti vegetali e alla conduzione di saggi per la valutazione delle attività antiossidante, antimicrobica e allelopatica in vitro.

Il corso è articolato in quattro moduli tematici che affrontano l’impiego applicato delle piante e dei funghi in relazione alla salute, all’alimentazione e alla sostenibilità ambientale: Modulo 1 – Etnobotanica Introduzione ai principi e ai metodi dell’etnobotanica. Analisi degli usi tradizionali delle piante spontanee nel contesto culturale del Mediterraneo, con particolare riferimento alle conoscenze popolari e al patrimonio bio-culturale. Modulo 2 – Salute e Protezione Studio delle principali specie vegetali e fungine di interesse medicinale. Approfondimento sui principi attivi di origine naturale e sul loro impiego terapeutico. Introduzione all’aerobiologia: identificazione e rilevanza sanitaria dei principali bioallergeni aerodispersi, tra cui pollini e spore fungine. Modulo 3 – Vegetali e Nutrizione Analisi degli usi alimentari di piante e funghi, sia nella tradizione che nella dieta contemporanea. Esplorazione del potenziale nutraceutico della flora spontanea e delle nuove frontiere della nutrizione vegetale funzionale. Modulo 4 – Ambiente Produzione, raccolta e utilizzo sostenibile di piante officinali, sia spontanee che coltivate. Tecniche di conservazione della biodiversità vegetale e fungina, con cenni alle pratiche di conservazione in situ ed ex situ.

Una preparazione preliminare in botanica generale e biodiversità vegetale è necessaria per una piena comprensione dei contenuti del corso.

Il corso prevede un totale di 32 ore di lezioni frontali in aula, dedicate agli argomenti trattati nel programma, e 10 ore di attività teorico-pratiche in laboratorio. Le esercitazioni sono finalizzate a: il riconoscimento microscopico dei principali pollini e spore fungine responsabili di allergie; l’apprendimento delle tecniche di coltura in vitro per la conservazione del germoplasma vegetale; la preparazione di diverse tipologie di estratti vegetali e l’esecuzione di saggi per la valutazione delle attività antiossidante, antimicrobica e allelopatica in vitro.

Il corso è suddiviso in quattro moduli tematici, che affrontano in modo integrato gli aspetti culturali, scientifici e applicativi delle piante e dei funghi nei contesti della salute, dell'alimentazione e dell'ambiente. Modulo 1 – Etnobotanica (9 ore) Introduzione alla disciplina: fonti e metodi della ricerca etnobotanica; studio di manoscritti, codici e erbari; identificazione delle piante nei testi storici; contributo degli studi archeobotanici. Nomenclatura tradizionale: analisi dei nomi dialettali e delle radici linguistiche. Usi tradizionali delle piante spontanee nel Mediterraneo, con attenzione a specie di interesse medicinale, cosmetico, veterinario e alimentare. Problematiche nell’uso tradizionale delle piante: fitotossicità, fitovigilanza, interazione con farmaci. L’etnobotanica come strumento di conservazione integrata del patrimonio naturale e culturale: orti e giardini botanici, ecomusei, musei etnobotanici e parchi archeobotanici come luoghi di educazione ambientale. Modulo 2 – Salute e Protezione (12 ore) Piante e funghi medicinali: principali specie contenenti composti attivi, con focus su morfologia, citologia e anatomia delle parti vegetali interessate. Metaboliti secondari: terpenoidi, alcaloidi, fenoli e glicosidi – funzioni ecologiche e benefici per l’uomo. Composti naturali con attività antitumorale, antimicrobica e antiossidante. Attività di laboratorio: preparazione e sperimentazione di estratti vegetali per test di attività antimicrobica e antiossidante. Aerobiologia: studio dei principali bioallergeni aerodispersi (pollini e spore fungine); riconoscimento microscopico delle specie allergeniche; meccanismi evolutivi dell’impollinazione e dell’autoincompatibilità come strumenti di mantenimento della biodiversità. Modulo 3 – Vegetali e Nutrizione (12 ore) Composizione chimica delle piante alimentari. Studio delle principali categorie: Poaceae e pseudocereali, Fabaceae, piante feculifere, saccarifere, oleaginose, nervine, aromatiche e da spezie. Piante utilizzate nella produzione di additivi alimentari e OGM vegetali. Ruolo di alghe e funghi nell’alimentazione umana. Introduzione alla nutraceutica: potenzialità salutistiche delle piante alimentari e loro impatto sulla prevenzione delle malattie. Modulo 4 – Ambiente (9 ore) Produzione e impiego sostenibile di piante officinali, spontanee e coltivate. Normative e buone pratiche per la raccolta delle specie spontanee. Strategie di conservazione della biodiversità vegetale e fungina: conservazione in situ ed ex situ, compilazione di checklist e red list. Tecniche di colture in vitro per la conservazione del germoplasma (con attività laboratoriale). Introduzione al fito- e micorisanamento come strumenti di depurazione naturale. Usi tradizionali e innovativi di piante e funghi tintori. Approfondimento sull’allelopatia: meccanismi di interazione tra piante nel contesto della competizione ecologica.

L’esame finale consiste in una prova orale, volta a verificare la comprensione, la rielaborazione critica e l’integrazione dei contenuti trattati durante il corso.

Caneva G., Pieroni A., Guarrera P.M. 2013. Etnobotanica - Conservazione di un patrimonio culturale come risorsa per uno sviluppo sostenibile. EDIPUGLIA, Bari. - Maugini E., Maleci Bini L., Mariotti Lippi M. 2014. Botanica farmaceutica. Piccin-Nuova Libraria. - Rinallo C. 2018. Piante alimentari. Biologia, composizione chimica, utilizzo. Piccin Editore. - Sanità di Toppi L., Bruno L, Bruni R., Ligrone R., Ferrarese A., Paoli L., Lingua G. 2018. Interazioni Piante-Ambiente. Piccin Editore, Padova.

Fornire conoscenze di base sui meccanismi di tossicità ambientale. - Analizzare le interazioni tra contaminanti e organismi viventi. - Approfondire i modelli di valutazione del rischio ecotossicologico. - Approfondire il ruolo dei contaminanti emergenti - Fornire una panoramica sulle interazioni tra inquinanti emergenti e organismi viventi in un’ottica One Health. - Discutere strategie di monitoraggio e mitigazione del rischio. - Approfondire le sfide del monitoraggio ecotossicologico negli ambienti

Tossicità; Contaminanti; Strumenti diagnosti e prognostici; Sistemi predittivi e previsionali; Monitoraggio ambientale; Rischio ambientale; Monitoraggio ecotossicologico in ambienti remoti; Legislazione; Esercitazioni in laboratorio

Lo studente deve avere conoscenza di ecologia di base e di chimica.

Lezioni frontali; Esercitazioni

Principi di Ecotossicologia. Definizione e finalità dell’ecotossicologia. Principali classi di contaminanti ambientali. Meccanismi di azione dei tossici: bioaccumulo, biomagnificazione, biotrasformazione e metabolismo. Metodi di valutazione della tossicità. Test ecotossicologici (in vivo e in vitro). Bioindicatori e biomarcatori negli ecosistemi acquatici e terrestri. Modelli predittivi e previsionali di tossicità e valutazione del rischio ambientale. Inquinanti emergenti e impatti ecotossicologici. Micro e nanoplastiche: distribuzione ambientale, interazioni con gli organismi, effetti biologici. Nanomateriali: applicazioni, rischi ecotossicologici e metodi di valutazione. Personal Care Products (PCPs): impatto di cosmetici, detergenti, filtri UV e farmaci. Antibiotico-resistenza ambientale: ruolo degli ecosistemi nella selezione e diffusione di batteri resistenti. Ecotossicologia degli ecosistemi e ambienti estremi. Effetti dei contaminanti sui livelli di organizzazione biologica: cellule, organismi, popolazioni, comunità. Casi studio di ecotossicologia acquatica e terrestre. Monitoraggio ecotossicologico in ambienti remoti: laghi di alta quota, zone polari, ecosistemi isolati. Tecniche di campionamento e analisi in ambienti remoti. Applicazioni della citizen science e strumenti innovativi per il monitoraggio. Normativa e gestione del rischio ecotossicologico. Regolamenti europei e internazionali (REACH). Strategie di monitoraggio ambientale e mitigazione degli impatti. Approcci integrati per la gestione del rischio ecotossicologico in un’ottica One Health. Esercitazioni di laboratorio: esecuzione di bioassay e applicazioni biochimiche per la misurazione di biomarcatori dello stress ossidativo in organismi acquatici.

Prova orale finale sui contenuti del corso. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Vighi & Bacci, Edizione 2006. Ecotossicologia UTET Fossi MC. Biomarkers: Strumenti di diagnosi e prognosi ambientale. Rosni EditriceSRL. Firenze pp 128. C.H. Walker, R.M. Sibly, S.P. Hopkin, D.B. Peakall, 2012. Principles of Ecotoxicology, Fourth edition. A TEXTBOOK OF MODERN TOXICOLOGY THIRD EDITION Edited by Ernest Hodgson, 2004. A JOHN WILEY & SONS, INC., PUBLICATION

Fornire conoscenze di base sui meccanismi di tossicità ambientale. - Analizzare le interazioni tra contaminanti e organismi viventi. - Approfondire i modelli di valutazione del rischio ecotossicologico. - Approfondire il ruolo dei contaminanti emergenti - Fornire una panoramica sulle interazioni tra inquinanti emergenti e organismi viventi in un’ottica One Health. - Discutere strategie di monitoraggio e mitigazione del rischio. - Approfondire le sfide del monitoraggio ecotossicologico negli ambienti

Tossicità; Contaminanti; Strumenti diagnosti e prognostici; Sistemi predittivi e previsionali; Monitoraggio ambientale; Rischio ambientale; Monitoraggio ecotossicologico in ambienti remoti; Legislazione; Esercitazioni in laboratorio

Lo studente deve avere conoscenza di ecologia di base e di chimica.

Lezioni frontali; Esercitazioni

Principi di Ecotossicologia. Definizione e finalità dell’ecotossicologia. Principali classi di contaminanti ambientali. Meccanismi di azione dei tossici: bioaccumulo, biomagnificazione, biotrasformazione e metabolismo. Metodi di valutazione della tossicità. Test ecotossicologici (in vivo e in vitro). Bioindicatori e biomarcatori negli ecosistemi acquatici e terrestri. Modelli predittivi e previsionali di tossicità e valutazione del rischio ambientale. Inquinanti emergenti e impatti ecotossicologici. Micro e nanoplastiche: distribuzione ambientale, interazioni con gli organismi, effetti biologici. Nanomateriali: applicazioni, rischi ecotossicologici e metodi di valutazione. Personal Care Products (PCPs): impatto di cosmetici, detergenti, filtri UV e farmaci. Antibiotico-resistenza ambientale: ruolo degli ecosistemi nella selezione e diffusione di batteri resistenti. Ecotossicologia degli ecosistemi e ambienti estremi. Effetti dei contaminanti sui livelli di organizzazione biologica: cellule, organismi, popolazioni, comunità. Casi studio di ecotossicologia acquatica e terrestre. Monitoraggio ecotossicologico in ambienti remoti: laghi di alta quota, zone polari, ecosistemi isolati. Tecniche di campionamento e analisi in ambienti remoti. Applicazioni della citizen science e strumenti innovativi per il monitoraggio. Normativa e gestione del rischio ecotossicologico. Regolamenti europei e internazionali (REACH). Strategie di monitoraggio ambientale e mitigazione degli impatti. Approcci integrati per la gestione del rischio ecotossicologico in un’ottica One Health. Esercitazioni di laboratorio: esecuzione di bioassay e applicazioni biochimiche per la misurazione di biomarcatori dello stress ossidativo in organismi acquatici.

Prova orale finale sui contenuti del corso. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Vighi & Bacci, Edizione 2006. Ecotossicologia UTET Fossi MC. Biomarkers: Strumenti di diagnosi e prognosi ambientale. Rosni EditriceSRL. Firenze pp 128. C.H. Walker, R.M. Sibly, S.P. Hopkin, D.B. Peakall, 2012. Principles of Ecotoxicology, Fourth edition. A TEXTBOOK OF MODERN TOXICOLOGY THIRD EDITION Edited by Ernest Hodgson, 2004. A JOHN WILEY & SONS, INC., PUBLICATION

Fornire conoscenze di base sui meccanismi di tossicità ambientale. - Analizzare le interazioni tra contaminanti e organismi viventi. - Approfondire i modelli di valutazione del rischio ecotossicologico. - Approfondire il ruolo dei contaminanti emergenti - Fornire una panoramica sulle interazioni tra inquinanti emergenti e organismi viventi in un’ottica One Health. - Discutere strategie di monitoraggio e mitigazione del rischio. - Approfondire le sfide del monitoraggio ecotossicologico negli ambienti

Tossicità; Contaminanti; Strumenti diagnosti e prognostici; Sistemi predittivi e previsionali; Monitoraggio ambientale; Rischio ambientale; Monitoraggio ecotossicologico in ambienti remoti; Legislazione; Esercitazioni in laboratorio

Lo studente deve avere conoscenza di ecologia di base e di chimica.

Lezioni frontali; Esercitazioni

Principi di Ecotossicologia. Definizione e finalità dell’ecotossicologia. Principali classi di contaminanti ambientali. Meccanismi di azione dei tossici: bioaccumulo, biomagnificazione, biotrasformazione e metabolismo. Metodi di valutazione della tossicità. Test ecotossicologici (in vivo e in vitro). Bioindicatori e biomarcatori negli ecosistemi acquatici e terrestri. Modelli predittivi e previsionali di tossicità e valutazione del rischio ambientale. Inquinanti emergenti e impatti ecotossicologici. Micro e nanoplastiche: distribuzione ambientale, interazioni con gli organismi, effetti biologici. Nanomateriali: applicazioni, rischi ecotossicologici e metodi di valutazione. Personal Care Products (PCPs): impatto di cosmetici, detergenti, filtri UV e farmaci. Antibiotico-resistenza ambientale: ruolo degli ecosistemi nella selezione e diffusione di batteri resistenti. Ecotossicologia degli ecosistemi e ambienti estremi. Effetti dei contaminanti sui livelli di organizzazione biologica: cellule, organismi, popolazioni, comunità. Casi studio di ecotossicologia acquatica e terrestre. Monitoraggio ecotossicologico in ambienti remoti: laghi di alta quota, zone polari, ecosistemi isolati. Tecniche di campionamento e analisi in ambienti remoti. Applicazioni della citizen science e strumenti innovativi per il monitoraggio. Normativa e gestione del rischio ecotossicologico. Regolamenti europei e internazionali (REACH). Strategie di monitoraggio ambientale e mitigazione degli impatti. Approcci integrati per la gestione del rischio ecotossicologico in un’ottica One Health. Esercitazioni di laboratorio: esecuzione di bioassay e applicazioni biochimiche per la misurazione di biomarcatori dello stress ossidativo in organismi acquatici.

Prova orale finale sui contenuti del corso. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Vighi & Bacci, Edizione 2006. Ecotossicologia UTET Fossi MC. Biomarkers: Strumenti di diagnosi e prognosi ambientale. Rosni EditriceSRL. Firenze pp 128. C.H. Walker, R.M. Sibly, S.P. Hopkin, D.B. Peakall, 2012. Principles of Ecotoxicology, Fourth edition. A TEXTBOOK OF MODERN TOXICOLOGY THIRD EDITION Edited by Ernest Hodgson, 2004. A JOHN WILEY & SONS, INC., PUBLICATION

Al termine del corso gli studenti avranno acquisito conoscenze approfondite riguardo la valutazione del rischio ambientale e le relazioni tra esposizione a contaminanti ambientali e insorgenza delle principali malattie infettive e cronico-degenerative. Acquisiranno inoltre nozioni sulle principali strategie messe in atto per prevenire gli effetti negativi sulla salute umana causati da fattori ambientali

Fattori di rischio ambientali e loro correlazioni con le principali malattie cronico-degenerative. Valutazione del rischio cancerogeno. Inquinamento dell’aria e la salute pubblica. Inquinamento dell’acqua e la salute pubblica. La gestione dei rifiuti e la salute pubblica.

Nessuno

Lezioni frontali

Fattori di rischio ambientali e valutazione del rischio. Principali malattie cronico-degenerative correlate all’esposizione ad inquinanti ambientali. Valutazione del rischio cancerogeno. Classificazione dei cancerogeni ambientali. Interazione gene-ambiente. L’utilizzo dei marcatori biologici nella epidemiologia ambientale. Inquinamento atmosferico. Principali indicatori della qualità dell’aria. Cenni sull’attuale quadro normativo inerente la qualità dell’aria. Il particolato atmosferico. I composti organici volatili. Gli idrocarburi policiclici aromatici. I metalli pesanti. I policlorobifenili e le diossine. L’inquinamento indoor. Risorse idriche e acqua potabile. Epidemiologia della malattie idrodiffuse. Problematiche relative ai sottoprodotti della disinfezione delle acque. Lo smaltimento dei rifiuti solidi e la salute umana. Valutazione degli effetti derivanti dallo smaltimento in discarica. Potenziali effetti sanitari dei termovalorizzatori. Attività di prevenzione per il miglioramento delle condizioni ambientali e sanitarie. Valutazione di impatto ambientale (VIA) e sanitario (VIS)..

L'esame prevede soltanto la prova orale finale che consiste in una discussione-colloquio relativa agli argomenti trattati durante il corso e approfonditi sui testi consigliati. La prova serve per accertare il livello di conoscenza, le proprietà di linguaggio e di esposizione, e la capacità di comprensione raggiunti dallo studente. La durata dell'esame varia a seconda dell'andamento della prova stessa ma in genere non supera i 30 minuti. Comincia, di norma, con una domanda a piacere su un argomento scelto dallo studente al fine di metterlo a proprio agio. Nel complesso saranno fatte 3 domande principali, riguardanti le varie matrici ambientali a cui saranno attribuiti, in caso di risposta esaustiva, 10 punti ciascuna.

Professione Igienista – Manuale dell’igiene ambientale e territoriale. A cura di Giorgio Gilli. Casa editrice Ambrosiana

Al termine del corso gli studenti avranno acquisito conoscenze approfondite riguardo i vantaggi e i limiti che l'utilizzo dei marcatori biologici possono apportare allo studio epidemiologico. Acquisiranno inoltre nozioni su alcuni dei più comuni metodi sperimentali per la determinazione e validazione dei biomarcatori. Avranno acquisito inoltre la metodologia per la valutazione dei rischi ambientali ed alimentari.

Dalla epidemiologia tradizionale alla epidemiologia molecolare. Tipologia degli studi epidemiologici. Categorie di Biomarcatori. L'utilizzo dei Biomarcatori nella valutazione del rischio. Ruolo della epidemiologia molecolare nella prevenzione delle patologie cronico-degenerative. Applicazioni della epidemiologia classica e molecolare alla valutazione del rischio associato all'esposizione a xenobiotici ambientali e alimentari. Il ruolo dei fattori protettivi.

Nessuno

Lezioni frontali

Lezioni Generalità sul metodo epidemiologico. Epidemiologia descrittiva. Incidenza, Prevalenza, Tassi di mortalità. Standardizzazione per età. Descrizione generale degli studi di epidemiologia analitica e di intervento. Valutazione del rischio. Rischio relativo, Odd ratio, rischio attribuibile. Vantaggi e svantaggi degli studi prospettici e retrospettivi. Utilizzo dei biomarcatori nello studio epidemiologico. Epidemiologia molecolare. Classificazione dei biomarcatori. Biomarcatori di esposizione, effetto e suscettibilità. Esempio di biomarcatori utilizzati per la valutazione del rischio conseguente all'esposizione al fumo di sigaretta . Vantaggi dell'utilizzo dei biomarcatori nello studio epidemiologico. Selezione, validazione e significati predittivo dei biomarcatori. Validità interna ed esterna. Sensibilità e specificità. Biomarcatori di esposizione: vie di esposizione, vita media, cinetica, modelli farmacocinetici. Utilizzo dei biomarcatori negli studi caso-controllo e negli studi per coorte: vantaggi e svantaggi. Esempi di studi analitici condotti sull'uomo mediante l'utilizzo delle diverse classi di biomarcatori. Epidemiologia molecolare nella ricerca sui tumori. Metodi per la valutazione del danno al DNA: comet assay, p32-post labelling, micronuclei. Stress ossidativo, danno ossidativo al DNA, antiossidanti, biomarker di stress ossidativo. Addotti alle proteine. Test di mutagenesi in vitro. Spettri di mutazione, oncogeni e oncosoppressori. Biomarcatori di suscettibilità. Biomarcatori tumorali. Epidemiologia molecolare dell'ateroscerosi e delle malattie cardiovascolari. Applicazione della epidemiologia classica e molecolare alla valutazione del rischio associato all'esposizione a xenobiotici ambientali e alimentari. Il ruolo dei fattori protettivi. Attività di laboratorio Citofluorimetria Metodi per la valutazione del danno al DNA

L'esame prevede soltanto la prova orale finale che consiste in una discussione-colloquio relativa esclusivamente agli argomenti trattati durante il corso ed eventualmente approfonditi per mezzo dei testi consigliati. La prova serve per accertare il livello di conoscenza, le proprietà di linguaggio e di esposizione, e la capacità di comprensione raggiunti dallo studente. La durata dell'esame varia a seconda dell'andamento della prova stessa ma in genere non supera i 30 minuti. Comincia, di norma, con una domanda a piacere su un argomento scelto dallo studente al fine di metterlo a proprio agio. Nel complesso saranno fatte 3 domande principali, riguardanti diversi settori trattati durante le lezioni a cui saranno attribuiti, in caso di risposta esaustiva, 10 punti ciascuna.

-Molecular Epidemiology, principles and practics. Schulte A.A., Perera F.P. Ed. Academic press -Molecular Epidemiology of Chronic Diseases. Wild C., Vineis P., Garte S. Ed. Wiley

Al termine del corso gli studenti avranno acquisito conoscenze approfondite riguardo i vantaggi e i limiti che l'utilizzo dei marcatori biologici possono apportare allo studio epidemiologico. Acquisiranno inoltre nozioni su alcuni dei più comuni metodi sperimentali per la determinazione e validazione dei biomarcatori. Avranno acquisito inoltre la metodologia per la valutazione dei rischi ambientali ed alimentari.

Dalla epidemiologia tradizionale alla epidemiologia molecolare. Tipologia degli studi epidemiologici. Categorie di Biomarcatori. L'utilizzo dei Biomarcatori nella valutazione del rischio. Ruolo della epidemiologia molecolare nella prevenzione delle patologie cronico-degenerative. Applicazioni della epidemiologia classica e molecolare alla valutazione del rischio associato all'esposizione a xenobiotici ambientali e alimentari. Il ruolo dei fattori protettivi.

Nessuno

Lezioni frontali

Lezioni Generalità sul metodo epidemiologico. Epidemiologia descrittiva. Incidenza, Prevalenza, Tassi di mortalità. Standardizzazione per età. Descrizione generale degli studi di epidemiologia analitica e di intervento. Valutazione del rischio. Rischio relativo, Odd ratio, rischio attribuibile. Vantaggi e svantaggi degli studi prospettici e retrospettivi. Utilizzo dei biomarcatori nello studio epidemiologico. Epidemiologia molecolare. Classificazione dei biomarcatori. Biomarcatori di esposizione, effetto e suscettibilità. Esempio di biomarcatori utilizzati per la valutazione del rischio conseguente all'esposizione al fumo di sigaretta . Vantaggi dell'utilizzo dei biomarcatori nello studio epidemiologico. Selezione, validazione e significati predittivo dei biomarcatori. Validità interna ed esterna. Sensibilità e specificità. Biomarcatori di esposizione: vie di esposizione, vita media, cinetica, modelli farmacocinetici. Utilizzo dei biomarcatori negli studi caso-controllo e negli studi per coorte: vantaggi e svantaggi. Esempi di studi analitici condotti sull'uomo mediante l'utilizzo delle diverse classi di biomarcatori. Epidemiologia molecolare nella ricerca sui tumori. Metodi per la valutazione del danno al DNA: comet assay, p32-post labelling, micronuclei. Stress ossidativo, danno ossidativo al DNA, antiossidanti, biomarker di stress ossidativo. Addotti alle proteine. Test di mutagenesi in vitro. Spettri di mutazione, oncogeni e oncosoppressori. Biomarcatori di suscettibilità. Biomarcatori tumorali. Epidemiologia molecolare dell'ateroscerosi e delle malattie cardiovascolari. Applicazione della epidemiologia classica e molecolare alla valutazione del rischio associato all'esposizione a xenobiotici ambientali e alimentari. Il ruolo dei fattori protettivi. Attività di laboratorio Citofluorimetria Metodi per la valutazione del danno al DNA

L'esame prevede soltanto la prova orale finale che consiste in una discussione-colloquio relativa esclusivamente agli argomenti trattati durante il corso ed eventualmente approfonditi per mezzo dei testi consigliati. La prova serve per accertare il livello di conoscenza, le proprietà di linguaggio e di esposizione, e la capacità di comprensione raggiunti dallo studente. La durata dell'esame varia a seconda dell'andamento della prova stessa ma in genere non supera i 30 minuti. Comincia, di norma, con una domanda a piacere su un argomento scelto dallo studente al fine di metterlo a proprio agio. Nel complesso saranno fatte 3 domande principali, riguardanti diversi settori trattati durante le lezioni a cui saranno attribuiti, in caso di risposta esaustiva, 10 punti ciascuna.

-Molecular Epidemiology, principles and practics. Schulte A.A., Perera F.P. Ed. Academic press -Molecular Epidemiology of Chronic Diseases. Wild C., Vineis P., Garte S. Ed. Wiley

Al termine del corso gli studenti avranno acquisito conoscenze approfondite riguardo i vantaggi e i limiti che l'utilizzo dei marcatori biologici possono apportare allo studio epidemiologico. Acquisiranno inoltre nozioni su alcuni dei più comuni metodi sperimentali per la determinazione e validazione dei biomarcatori. Avranno acquisito inoltre la metodologia per la valutazione dei rischi ambientali ed alimentari.

Dalla epidemiologia tradizionale alla epidemiologia molecolare. Tipologia degli studi epidemiologici. Categorie di Biomarcatori. L'utilizzo dei Biomarcatori nella valutazione del rischio. Ruolo della epidemiologia molecolare nella prevenzione delle patologie cronico-degenerative. Applicazioni della epidemiologia classica e molecolare alla valutazione del rischio associato all'esposizione a xenobiotici ambientali e alimentari. Il ruolo dei fattori protettivi.

Nessuno

Lezioni frontali

Lezioni Generalità sul metodo epidemiologico. Epidemiologia descrittiva. Incidenza, Prevalenza, Tassi di mortalità. Standardizzazione per età. Descrizione generale degli studi di epidemiologia analitica e di intervento. Valutazione del rischio. Rischio relativo, Odd ratio, rischio attribuibile. Vantaggi e svantaggi degli studi prospettici e retrospettivi. Utilizzo dei biomarcatori nello studio epidemiologico. Epidemiologia molecolare. Classificazione dei biomarcatori. Biomarcatori di esposizione, effetto e suscettibilità. Esempio di biomarcatori utilizzati per la valutazione del rischio conseguente all'esposizione al fumo di sigaretta . Vantaggi dell'utilizzo dei biomarcatori nello studio epidemiologico. Selezione, validazione e significati predittivo dei biomarcatori. Validità interna ed esterna. Sensibilità e specificità. Biomarcatori di esposizione: vie di esposizione, vita media, cinetica, modelli farmacocinetici. Utilizzo dei biomarcatori negli studi caso-controllo e negli studi per coorte: vantaggi e svantaggi. Esempi di studi analitici condotti sull'uomo mediante l'utilizzo delle diverse classi di biomarcatori. Epidemiologia molecolare nella ricerca sui tumori. Metodi per la valutazione del danno al DNA: comet assay, p32-post labelling, micronuclei. Stress ossidativo, danno ossidativo al DNA, antiossidanti, biomarker di stress ossidativo. Addotti alle proteine. Test di mutagenesi in vitro. Spettri di mutazione, oncogeni e oncosoppressori. Biomarcatori di suscettibilità. Biomarcatori tumorali. Epidemiologia molecolare dell'ateroscerosi e delle malattie cardiovascolari. Applicazione della epidemiologia classica e molecolare alla valutazione del rischio associato all'esposizione a xenobiotici ambientali e alimentari. Il ruolo dei fattori protettivi. Attività di laboratorio Citofluorimetria Metodi per la valutazione del danno al DNA

L'esame prevede soltanto la prova orale finale che consiste in una discussione-colloquio relativa esclusivamente agli argomenti trattati durante il corso ed eventualmente approfonditi per mezzo dei testi consigliati. La prova serve per accertare il livello di conoscenza, le proprietà di linguaggio e di esposizione, e la capacità di comprensione raggiunti dallo studente. La durata dell'esame varia a seconda dell'andamento della prova stessa ma in genere non supera i 30 minuti. Comincia, di norma, con una domanda a piacere su un argomento scelto dallo studente al fine di metterlo a proprio agio. Nel complesso saranno fatte 3 domande principali, riguardanti diversi settori trattati durante le lezioni a cui saranno attribuiti, in caso di risposta esaustiva, 10 punti ciascuna.

-Molecular Epidemiology, principles and practics. Schulte A.A., Perera F.P. Ed. Academic press -Molecular Epidemiology of Chronic Diseases. Wild C., Vineis P., Garte S. Ed. Wiley

Il corso consente allo studente di: - apprendere i principi di funzionamento, gli strumenti e le metodologie di base ed avanzate dell’indagine cito-istologica - acquisire specifiche competenze nell’applicazione degli strumenti e delle metodologie di indagine cito-istologica in ambito scientifico-sperimentale, biomedico e ambientale e nella valutazione dei relativi risultati

Strumenti di indagine cito-istologica: microscopi ottici e microscopi elettronici. Metodi di preparazione di campioni cito-istologici per l'osservazione microscopica: principi e modalità di esecuzione. Colorazioni istomorfologiche, istochimiche, istoenzimatiche, immunoistochimiche. Ibridazione in situ. Citologia diagnostica. Istopatologia

Il corso presuppone le conoscenze di base in materia di Citologia e Istologia, di Anatomia e di Biologia molecolare

Il corso è articolato in: - lezioni frontali inerenti agli argomenti indicati nel programma - esercitazioni in laboratorio inerenti ad alcuni argomenti indicati nel programma

Strumenti dell'indagine cito-istologica: microscopio in campo chiaro, microscopio in campo oscuro, microscopio in contrasto di fase, microscopio in contrasto di polarizzazione, microscopio per fluorescenza, microscopio confocale a scansione laser, microscopio multifotone, microscopio a fluorescenza in super-risoluzione, microscopio elettronico a trasmissione e a scansione Metodi di preparazione di campioni cito-istologici per l'osservazione microscopica: preparazione a fresco, preparazione mediante fissazione e colorazione (metodi di prelievo; metodi fisici e chimici di fissazione; inclusione in paraffina e in resine plastiche; sezionamento al criostato, microtomo e ultramicrotomo; classificazione dei coloranti; modalità di esecuzione delle colorazioni; tecniche di contrasto) Colorazioni istomorfologiche, citochimiche e istochimiche, istoenzimatiche, immunoistochimiche. Ibridazione in situ Citologia diagnostica: tecniche di raccolta di campioni citologici; tecniche di allestimento di preparati citologici; prefissazione e fissazione di preparati citologici; colorazioni e immunocolorazioni di preparati citologici; montaggio e controllo di qualità di preparati citologici Istopatologia: istopatologia nella diagnosi delle malattie infettive e negli studi di analisi ambientale

L'esame consiste in una prova orale finalizzata ad accertare il livello di conoscenza della materia conseguito dallo studente ed a verificare la capacità di sintesi e la proprietà di linguaggio nell’esposizione Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Materiale fornito dal docente

L'insegnamento si propone di far acquisire agli/alle studenti le nozioni fondamentali della Paleontologia teorica ed evolutiva nonché le relazioni esistenti tra Geologia, Biologia, Paleontologia e altre Scienze Naturali. La seconda parte del corso offre approfondimenti sulle applicazioni biostratigrafiche e sul riconoscimento dei principali gruppi di invertebrati fossili.

Paleontologia: origini e generalità. Paleontologia e Tempo geologico. Cenni di sistematica e tassonomia. Tafonomia. Biostratigrafia e biocronologia. Storia della vita sulla Terra e estinzioni di massa. Riconoscimento dei principali gruppi di invertebrati fossili.

Basi di sistematica, tassonomia e nomenclatura zoologica. Basi di biologia evoluzionistica. Basi di geologia generale, con particolare riferimento alle rocce sedimentarie.

Lezioni frontali e sessioni di laboratorio con analisi di campioni paleontologici.

PARTE TEORICA (5 CFU): - Introduzione alla Paleontologia - Origini della Paleontologia - Tempo Geologico - Basi di Classificazione e Tassonomia - Tafonomia - Storia della vita sulla Terra e estinzioni di massa - Biostratigrafia e Biocronologia PARTE PRATICA (1 CFU): Morfologia, sistematica e importanza paleontologica dei seguenti phyla animali: - Porifera - Cnidaria (soprattutto coralli) - Brachiopoda - Bryozoa - Arthropoda (soprattutto trilobiti) - Mollusca - Echinodermata - Hemichordata (soprattutto graptoliti). Riconoscimento e descrizione di esemplari fossili appartenenti ai suddetti phyla.

Esame orale. La prova consiste in una discussione di circa 30 minuti per accertare il livello di conoscenza e la capacità di comprensione dei contenuti teorici e pratici previsti dal programma. Verifica della capacità di comunicazione, proprietà di linguaggio (soprattutto linguaggio tecnico-scientifico) e capacità di correlazione tra le conoscenze teoriche e gli aspetti pratici. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA: https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Testo di riferimento: Società Paleontologica Italiana (a dura di) - 2022 - Manuale di Paleontologia. Fondamenti-Applicazioni. Seconda Edizione Edizioni Idelson Gnocchi Altri testi: Benton M.J. & Harper M.T. - 2020 - Introduction to Paleobiology and the Fossil Record. Second Edition. Wiley Blackwell

Conoscenza del funzionamento dell'apparato digerente e della sua interconnessione con il sistema nervoso e endocrino. Capacità di saper interpretare e misurare il metabolismo energetico e le esigenze nutrizionali.

Conoscenza di base dei principi: 1) fisiologia integrata dell’apparato gastrointestinale e della sua relazione con il sistema endocrino e nervoso e 2) della termogenesi e del metabolismo sia basale che in relazione all’attività fisica. Nutrienti e Nutraceutica.

E ‘utile la conoscenza della Anatomia Umana, della Biochimica e Fisiologia Generale

Lezioni frontali

Anatomia funzionale del tubo digerente. Il controllo nervoso e ormonale dell'intestino. La motilità gastrointestinale. Le secrezioni gastrointestinali. Meccanismi di digestione e assorbimento dei nutrienti. Microbiota intestinale, probiotici e prebiotici. Assorbimento dell'acqua ed elettroliti. Controllo centrale della massa corporea e dell'alimentazione. L'insulina e il glucagone. I meccanismi della fame e della sazietà. Gusto e olfatto. Metabolismo energetico e della sua determinazione. La termoregolazione e ormoni tiroidei. Metabolismo durante l'esercizio fisico. Vitamine e Sali minerali, cibi funzionali e nutraceutici. La biodisponibilità dei nutrienti.

Esame orale finale per valutare le capacità logiche ed espositive sugli argomenti svolti.

L. Debellis, A. Poli - Alimentazione, Nutrizione e Salute I ed. EdiSes Testo di consultazione supplementare: Fisiologia - molecole, cellule e sistemi - editore Edi-ermes - a cura di D'Angelo e Peres

Il corso si propone di offrire gli strumenti per comprendere l'importanza dell'introduzione all'impiego degli strumenti molecolari nella gestione faunistica. Si propone, inoltre, di comprendere come risolvere delle ambiguità tassonomiche e applicare i marcatori molecolari mitocondriali e nucleari - ad esempio di individuazione di una species complex su base molecolare, di descrizione di nuove entità faunistiche, di esempi gestionali su scala nazionale e locale.

Introduzione all'impiego degli strumenti molecolari nella gestione faunistica. Risoluzione ambiguità e applicazione marcatori molecolari mitocondriali e nucleari Esempio di individuazione di una species complex su base molecolare, di descrizione di nuove entità faunistiche, di esempi gestionali su scala nazionale e locale.

nd

Lezioni frontali in aula e in laboratorio. Elaborazioni al computer condotte insieme agli studenti. Elaborazioni frontali condotte dagli studenti. E' fortemente raccomandata una frequenza regolare

Introduzione all'impiego degli strumenti molecolari nella gestione faunistica. Metodologie. molecolari di uso comune: PCR, Enzimi di restrizione. I marcatori molecolari RFLP, teoria. e loro possibile impiego nella gestione faunistica. Marcatori AFLP, microsatellite e SNPs. DNA Barcoding. Introduzione e tipologia di dati. impiegabili in gestione faunistica. Allestimento di una libreria genomica arricchita in microsatelliti: metodica e applicazioni. pratiche. Le collezioni museali: importanza come strumento scientifico. Estrazione del DNA da. campioni conservativi e museali. Equilibrio di Hardy-Weinberg. Calcolo dei tassi di mutazione e migrazione. Selezione e Fitness. teoria e calcolo dei tassi. Inbreeding. Coefficiente di I, F. Statistiche F: calcolo e implicazioni. Risoluzione ambiguità e applicazione marcatori molecolari PCR-RFLP mitocondriali e nucleari. DUI. Estrazione del DNA e corsa elettroforetica in laboratorio. Le banche dati online: importanza ed impiego come strumento molecolare integrato. amplificazione e restrizione dei materiali estratti. il sequenziatore di acidi nucleici: prova. pratica di sequenziamento. Esempio di individuazione di una species complex su base molecolare. Approccio conservativo alla valutazione della presenza di starna italica negli stock. d'allevamento. Rapporto fra AF, dati ambientali e di caratterizzazione. molecolare. Applicazione di metodologie PCR-RFLP a specie di interesse alimentare. Applicazioni pratiche degli algoritmi già studiati, con particolare riguardo alla. trasformazione di gel mcirosatellitari in dati discreti. storia, teoria e primo approccio pratico a filogrammi e cladogrammi. Un esempio locale di tassonomia molecolare. Squalius in Europa, tassonomia molecolare di A. pallipes e del genere Salmo: tre casi. studio esposti dagli studenti.

Prova scritta (2h). Domande a risposta chiusa (20%), domande a risposta a porta (20%) ed esercizi (60%). Voto in trentesimi. Per informazioni sui servizi di supporto agli studenti con disabilità e/o DSA visita la pagina http://www.unipg.it/disabilita-e-dsa

Dispense fornite dal docente. -materiale per flipped classroom - Introduction to Conservation Genetics. Frankham et at. CAMBRIDGE. - Population Genetics for Animal Conservation. Bertorelle et al. CAMBRIDGE.

Lo scopo del corso è quello di fornire le nozioni di base teorico-pratiche di alcune delle più importanti tecniche di comune utilizzo nell’ambito della virologia clinica. In particolare verranno affrontate tematiche relative alla diagnosi diretta e indiretta delle infezioni virali con particolare focus sulle più moderne metodiche di laboratorio. Un aspetto fondamentale dell'insegnamento sarà quello di approfondire le conoscenze cliniche delle infezioni virali di maggiore impatto nella salute umana.

Virologia speciale: principali famiglie di virus di rilievo clinico. Infezioni materno-fetali e peri-natali. Infezioni virali nel paziente immunocompromesso. Test diagnostici di screening e di secondo livello. Algoritmi diagnostici, redazione del referto.

Conoscenza di base di virologia e immunologia

Il corso si svolgerà mediante lezioni frontali in cui il docente espone le nozioni fondamentali, anche attraverso l'ausilio di supporti visivi, e fornisce esempi pratici per favorirne la comprensione, mediante esercitazioni pratiche in laboratorio relative alle tecniche affrontate e l’utilizzo di laboratori interattivi.

Virologia speciale: principali famiglie di virus di rilievo clinico. Eziopatogenesi delle infezioni virali. Infezioni virali materno-fetale e peri-natale: epidemiologia, fattori di rischio e strategie diagnostiche. Virus della rosolia, CMV, Parvovirus. Infezioni virali del tratto respiratorio, uro-genitale e gastrointestinale. Infezioni virali nel paziente immunocompromesso (AIDS, trapiantato d’organo) e strategie diagnostiche: HIV, Herpesviridae – VZV, CMV, EBV, HHV-6, HHV-8. Virus epatotropi: HAV, HBV, HCV, HDV, HEV. Test diagnostici di screening e di secondo livello. Selezione dei campioni clinici idonei, mantenimento e trasporto, criteri di richiesta, algoritmo diagnostico, redazione del referto.

Esame orale. Gli studenti con disabilità e/o DSA sono invitati a visitare la pagina dedicata agli strumenti e alle misure previste e a concordare preventivamente con il docente quanto necessario (https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa).

Microbiologia medica. Murray, Rosenthal, Pfaller. 8va edizione. EDRA Diapositive delle lezioni.

Lo scopo del corso è quello di fornire le nozioni di base teorico-pratiche di alcune delle più importanti tecniche di comune utilizzo nell’ambito della virologia clinica. In particolare verranno affrontate tematiche relative alla diagnosi diretta e indiretta delle infezioni virali con particolare focus sulle più moderne metodiche di laboratorio. Un aspetto fondamentale dell'insegnamento sarà quello di approfondire le conoscenze cliniche delle infezioni virali di maggiore impatto nella salute umana.

Virologia speciale: principali famiglie di virus di rilievo clinico. Infezioni materno-fetali e peri-natali. Infezioni virali nel paziente immunocompromesso. Test diagnostici di screening e di secondo livello. Algoritmi diagnostici, redazione del referto.

Conoscenza di base di virologia e immunologia

Il corso si svolgerà mediante lezioni frontali in cui il docente espone le nozioni fondamentali, anche attraverso l'ausilio di supporti visivi, e fornisce esempi pratici per favorirne la comprensione, mediante esercitazioni pratiche in laboratorio relative alle tecniche affrontate e l’utilizzo di laboratori interattivi.

Virologia speciale: principali famiglie di virus di rilievo clinico. Eziopatogenesi delle infezioni virali. Infezioni virali materno-fetale e peri-natale: epidemiologia, fattori di rischio e strategie diagnostiche. Virus della rosolia, CMV, Parvovirus. Infezioni virali del tratto respiratorio, uro-genitale e gastrointestinale. Infezioni virali nel paziente immunocompromesso (AIDS, trapiantato d’organo) e strategie diagnostiche: HIV, Herpesviridae – VZV, CMV, EBV, HHV-6, HHV-8. Virus epatotropi: HAV, HBV, HCV, HDV, HEV. Test diagnostici di screening e di secondo livello. Selezione dei campioni clinici idonei, mantenimento e trasporto, criteri di richiesta, algoritmo diagnostico, redazione del referto.

Esame orale. Gli studenti con disabilità e/o DSA sono invitati a visitare la pagina dedicata agli strumenti e alle misure previste e a concordare preventivamente con il docente quanto necessario (https://www.unipg.it/disabilita-e-dsa).

Microbiologia medica. Murray, Rosenthal, Pfaller. 8va edizione. EDRA Diapositive delle lezioni.

-comprendere il meccanismo funzionale alla base degli adattamenti negli esseri viventi che hanno permesso all'uomo di sviluppare materiali e soluzioni tecnologiche innovative -fornire esempi di strumenti utilizzati per la caratterizzazione dei materiali

Il corso fornisce una panoramica sugli adattamenti negli esseri viventi che hanno permesso all'uomo di sviluppare materiali e soluzioni tecnologiche, ingegneristiche e di design innovative ed eco-compatibili.

Conoscenze di base di biologia

Lezioni frontali ed esercitazioni in laboratorio

Il significato e l'importanza della biomimetica, storia della biomimetica, insetti e superfici funzionali in ottica (superfici riflettenti e antiriflesso), adesione, idrofobicità, grooming, riduzione attrito, biosensori, movimento animale e robotica, sostegno e costruzioni

esame orale della durata di 30 minuti consistente in un colloquio con lo studente con domande inerenti gli argomenti trattati a lezione

Titolo: Biomimesi Sottotitolo: Quando la natura ispira la scienza ISBN-13: 978-8868956431 Autore: Mat Fournier Traduttore: Erica Magnaghi Editore: Edizioni LSWR