biotecnologie

L'insegnamento intende fornire allo studente conoscenze di Biologia cellulare per: 1) comprendere i principi fondamentali relativi all'organizzazione e alla funzione della cellula eucariote animale, con particolare riferimento alle cellule dei mammiferi, e all'interazione tra cellule; 2) una conoscenza di base delle tecniche e degli approcci sperimentali utilizzati in biologia cellulare; 3) acquisire una terminologia scientifica appropriata. Attraverso le attività di laboratorio lo studente potrà acquisire nozioni pratiche sugli alcuni argomenti trattati a lezione e imparare a lavorare all’interno di un gruppo.

I contenuti del programma possono essere così suddivisi: 1) Principali caratteristiche di Procarioti ed Eucarioti. Dimensioni delle cellule e metodi di osservazione; separazione di cellule, di organelli e di macromolecole. Principali caratteristiche delle macromolecole biologiche utili alla comprensione dell'organizzazione e del funzionamento cellulare. Studio delle cellule attraverso la preparazione di campioni per analisi istologica e l’impiego di diverse tecniche di microscopia. (1 CFU di lezioni frontali) 2) Le membrane biologiche: composizione chimica, ultrastruttura, organizzazione molecolare. Permeabilità e trasporto di membrana. (1 CFU di lezioni frontali) 3) L’integrazione delle cellule nei tessuti attraverso adesioni cellula-cellula e cellula-matrice (le giunzioni e molecole di adesione, la matrice extracellulare). Specializzazioni della superficie cellulare: microvilli, ciglia e flagelli. (0.5 CFU di lezioni frontali) 4) I sistemi del citoscheletro (microtubuli, microfilamenti e filamenti intermedi, proteine motrici); interazione tra actina e miosina nelle cellule di muscolo scheletrico e in cellule non muscolari. (0.5 CFU di lezioni frontali) 5) Il sistema di membrane cellulari interne: struttura e funzioni del reticolo endoplasmatico, apparato di Golgi e lisosomi. La sequenza segnale e le modificazioni post-traduzionali delle proteine; la conformazione nativa e le proteine chaperone. Il trasporto vescicolare (meccanismi di formazione di vescicole: tipi di rivestimento e segnali di destinazione). Autofagia e turnover degli organelli cellulari. Esocitosi: secrezione costitutiva e regolata. Endocitosi e comparto endosomiale. (1 CFU di lezioni frontali) 6) I mitocondri e i cloroplasti: origine, organizzazione e funzioni. (0.5 CFU di lezioni frontali) 7) Nucleo: involucro nucleare, complesso del poro nucleare, organizzazione della cromatina, trasporto nucleo citoplasma. Il nucleolo: morfologia e funzione. (0.5 CFU di lezioni frontali) 8) Il ciclo cellulare: attività principali della cellula nelle varie fasi (G1-S-G2, M). Divisione cellulare: mitosi e citochinesi; meiosi e formazione dei gameti. La regolazione del ciclo cellulare: il ruolo delle cicline e l'attivazione delle chinasi ciclina dipendenti; i punti di controllo del ciclo cellulare. Proliferazione cellulare, segnali interni ed esterni. (1 CFU di lezioni frontali) 9) Apoptosi: aspetti morfologici e biochimici; meccanismi di controllo dell’apoptosi; attivazione delle caspasi iniziatrici ed effettrici. (0.5 CFU di lezioni frontali) 10) La comunicazione tra le cellule. Principali vie di segnalazione e meccanismi di trasduzione del segnale. (0.5 CFU di lezioni frontali)

Sono opportune conoscenze di base (scuola superiore) di chimica e biochimica e conoscenze preliminari di biologia cellulare.

Il corso è organizzato in lezioni frontali (1) e attività di laboratorio (2). 1. Le conoscenze previste dal programma sono presentate nelle lezioni frontali utilizzando file powerpoint impostati con immagini da testi di biologia cellulare e articoli, schemi e filmati di animazioni dei processi cellulari. La riflessione critica e la discussione in aula verranno promosse mediante la somministrazione di domande da parte del docente volte a favorire il collegamento critico tra i vari argomenti trattati. Test di valutazione verranno periodicamente utilizzati con gli studenti mediante l'uso di piattaforme di apprendimento e verifica quali Kahoot o Wooclap. 2. Le attività di laboratorio, (1 CFU, 16 ore di esercitazione), prevedono il diretto coinvolgimento degli studenti e riguardano: uso del microscopio, preparazione e osservazione di cellule in coltura (sia in sospensione che su substrato), analisi di mitosi in cellule animali e vegetali, analisi di preparati istologici. Costruzione di una curva di crescita di cellule in coltura. Le conoscenze apprese in laboratorio saranno parte dell’esame. Non è previsto l'utilizzo degli strumenti di intelligenza artificiale generativa (es. ChatGPT). Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

I criteri di valutazione delle conoscenze e abilità acquisite sono: 1) capacità di descrivere la struttura e il funzionamento della cellula; 2) capacità critica di collegamento tra argomenti diversi e completezza delle conoscenze acquisite; 3) conoscenza degli approcci sperimentali discussi a lezione; 4) capacità di sintesi; 5) utilizzo di un linguaggio scientifico appropriato.

• Titolo: Becker il mondo della cellula, Autori: Becker, Wayne M., Luogo: Milano Torino, Anno: 2018, Editore: Pearson, Note: --.
• Titolo: La cellula. Un approccio molecolare, Autori: Cooper GM, Luogo: Padova, Anno: 2023, Editore: Piccin, Note: --.

L'insegnamento è articolato in una parte di chimica generale, che comprende esercitazioni di stechiometria e laboratorio, e una parte di chimica fisica. L'insegnamento intende fornire una prima alfabetizzazione chimica rigorosa. Scopo delle esercitazioni è l’acquisizione degli elementi di base della stechiometria. Le esperienze di laboratorio consentono la familiarizzazione con semplici apparecchiature e con le procedure di uso comune. CHIMICA GENERALE L'insegnamento mira a fornire conoscenze di base di chimica generale, enumerabili in cinque punti: 1) Leggi fondamentali della chimica (in particolare conservazione della massa, delle specie, delle cariche, relazioni della tavola periodica) 2) Nomenclatura chimica delle specie (simboli atomici, isotopi, nomi dei composti) 3) Struttura della materia (in particolare concetto di atomo, molecola, solido, liquido, legame chimico) 4) Trasformazioni della materia (trasformazioni fisiche, reazioni chimiche, notazioni delle reazioni, equilibri) 5) Stechiometria (misure ponderali: misura del pH, calcolo di concentrazioni, titolazioni, bilanciamenti di reazioni redox e non) Al termine del percorso formativo, lo studente sarà in grado di: 1) Esporre e commentare le leggi della chimica 2) Avere padronanza della terminologia e nomenclatura della chimica 3) Avere conoscenze specifiche della struttura microscopica della materia (atomi, molecole, ioni, elettroni, configurazione elettronica, orbitali) 4) Saper scrivere una generica reazione, bilanciarla ed indicarne le varie parti 5) Effettuare calcoli stechiometrici (preparazione di soluzioni a titolo noto, calcolo di concentrazioni, determinazione del pH, determinazione della solubilità, calcoli di potenziali REDOX di elettrodi in celle elettrochimiche) In laboratorio, gli studenti eseguiranno semplici esperienze legate alle caratteristiche di alcuni processi chimici, all’equilibrio chimico e alla determinazione del titolo di acidi e basi; le esperienze sono anche un’occasione per applicare i concetti appresi nel corso delle lezioni d’aula. CHIMICA FISICA L'insegnamento fornisce elementi di base sulla termodinamica di equilibrio chimica e sulla cinetica chimica, enumerabili nei seguenti punti: 1) I concetti (in particolare calore, lavoro, temperatura, pressione, volume, velocità di reazione, ordine di reazione) 2) I modelli (in particolare sistema chiuso, aperto, isolato, le fasi, il gas perfetto, miscele di gas e soluzioni ideali) 3) Le trasformazioni (fisiche, chimiche, adiabatiche, isocore, isoterme, espansioni, compressioni, reversibili, irreversibili) 4) Le leggi (in particolare leggi dei gas, leggi della termodinamica, legge di Hess, legge di Arrhenius) 5) Le grandezze termodinamiche (entalpia, entropia, energia libera, costante cinetica) 6) Le applicazioni alle reazioni chimiche (in particolare spontaneità, verso di reazione, calore liberato, velocità di decadimento) 7) La costante di equilibrio e la sua dipendenza da temperatura e pressione. Al termine del percorso formativo lo studente sarà in grado di: 1) Avere chiari i concetti di base (in particolare calore, lavoro, temperatura, velocità di reazione) sapendoli definire 2) Saper collegare il tipo di trasformazioni chimico fisiche e il tipo di grandezze termodinamiche in gioco 3) Saper eseguire calcoli chimico fisici delle grandezze/variabili in gioco (in particolare calcolo di pressioni, pressioni parziali, volume, variazioni di entalpia, entropia, energia libera, costanti di equilibrio). 4) conoscere i fattori in base ai quali si può controllare il verso di una reazione e gli effetti di calore, pressione e temperatura sulle costanti di equilibrio e cinetica di una reazione.

CHIMICA GENERALE Atomi, isotopi, ioni; numero atomico e di massa. Molecole, composti. Massa atomica e molare, mole; nomenclatura. Bilanciamento delle reazioni chimiche. Stechiometria delle reazioni: reagente limitante; resa teorica e percentuale. Concentrazioni delle soluzioni; Modello quantomeccanico dell’atomo: numeri quantici, orbitali; configurazioni elettroniche (principio di esclusione e regola di Hund); proprietà periodiche degli elementi. Legame chimico: 1) Legame ionico. 2) Legame covalente: formule di Lewis e di risonanza; teoria VSEPR; del legame di valenza e degli orbitali molecolari. 3) Legame a idrogeno. Equilibrio chimico nelle reazioni omogenee ed eterogenee; costante di equilibrio; equilibri in fase gassosa; equilibri in soluzione; principio di Le Chatelier. Equilibri acido-base: Definizioni e tipologie di acidi e basi; pH. Reazioni di idrolisi; soluzione tampone; titolazioni acido-base. Composti poco solubili: Prodotto di solubilità e solubilità molare. Effetto dello ione comune, del pH e della formazione di ioni complessi sulla solubilità. Cenni di elettrochimica: Celle elettrochimiche ed elettrodi. Forza elettromotrice (fem) di cella e potenziale elettrodico. Legge di Nernst, Relazione tra potenziale di cella, energia libera e costante di equilibrio. Esempi di pile e calcolo delle relative fem. Elettrolisi. Le esercitazioni numeriche in aula prevedono lo svolgimento di esercizi relativi agli argomenti trattati. Le esercitazioni di laboratorio verteranno su argomenti di chimica generale ed inorganica. Proprietà degli ossidi acidi e basici: misura del pH di soluzioni ottenute sciogliendo piccole quantità di questi ossidi in acqua. Potere disidratante dell’acido solforico. Variazioni energetiche: verifica della esotermicità o endotermicità della reazione di dissoluzione di sali in acqua. Effetto della temperatura e dello ione comune sull’equilibrio chimico. Titolazioni acido-base: base forte-acido forte; acido debole-base forte; determinazione del contenuto di acido acetico nell’aceto commerciale. CHIMICA FISICA Termodinamica: Sistemi fisici e chimici. Stati di aggregazione della materia. Variabili di stato estensive e intensive. Funzioni di stato ed equazioni di stato. Gas perfetti e reali. Principio zero. Primo principio: lavoro, calore ed energia interna. Entalpia. Entalpia standard di transizione di fase, di reazione e di formazione. Legge di Hess. Legge di Kirchoff. Trasformazioni reversibili e non reversibili. Secondo principio: entropia e spontaneità dei processi in condizioni adiabatiche. Terzo principio, legge di Debye e entropia assoluta. Energia libera di Gibbs e spontaneità dei processi. Potenziale chimico. Spontaneità delle reazioni chimiche ed equilibrio di reazione. Energia libera standard di reazione e costante di equilibrio. Transizioni ed equilibri di fase. Equazioni di Clapeyron e di Clausius-Clapeyron. Soluzioni ideali e reali. Proprietà colligative. Pressione osmotica. Cinetica chimica: Velocità di reazione; leggi e costanti cinetiche. Tempo di dimezzamento. Meccanismi di reazione. Legge di Arrhenius. Cenni di catalisi.

Nessun prerequisito.

Lezioni ed esercitazioni numeriche in aula; esercitazioni di laboratorio. Un uso critico dell'intelligenza artificiale generativa col fine di agevolare la comprensione e l'apprendimento è ammesso nelle ore di studio individuale. Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Nella prova scritta lo studente deve dimostrare di aver acquisito i concetti fondamentali della chimica risolvendo problemi e rispondendo a domande aperte. Criteri di valutazione: correttezza dei risultati numerici, esplicitazione dei procedimenti attuati e loro correttezza, coerenza tra risultati logicamente interdipendenti e rigore nell'utilizzo delle unità di misura. Nelle relazioni lo studente deve dimostrare di aver compreso le operazioni svolte durante il laboratorio. Criteri di valutazione: correttezza, completezza e concisione nella stesura delle relazioni.

• Titolo: Chimica Generale. Principi ed applicazioni moderne, Autori: Petrucci, Ralph H.; Herring, F. Geoffrey; Madura, Jeffrey D.; Bissonnette, Carey, Luogo: Padova, Anno: 2018, Editore: Piccin, Note: Undicesima Edizione.
• Titolo: Elementi di chimica fisica, Autori: Atkins, Peter; de Paula, Julio, Luogo: Bologna, Anno: 2018, Editore: Zanichelli, Note: Quarta edizione italiana condotta sulla settima edizione inglese.
• Titolo: Esercizi Svolti - Chimica Generale. Principi ed applicazioni moderne di Petrucci-Herring-Madura-Bissonette, Autori: Paterno Parsi, A.; Parsi, A.; Pintauer, T.; Gelmini, L.; Hilts, R.W., Luogo: Padova, Anno: 2015, Editore: Piccin, Note: Decima Edizione.
• Titolo: Soluzione degli esercizi- Chimica Generale. Principi ed applicazioni moderne di Petrucci-Herring-Madura-Bissonette, Autori: Paterno Parsi, A.; Parsi, A.; Pintauer, T.; Gelmini, L.; Hilts, R.W., Luogo: Padova, Anno: 2014, Editore: Piccin, Note: Decima edizione.

Il corso di chimica organica ha come obiettivo la definizione degli aspetti generali più importanti che sono alla base della chimica dei composti organici (equilibri e velocità di reazione, acidità e basicità, elettrofilicità e nucleofilicità, isomeria e stereoisomeria, aromaticità, etc) e la descrizione sistematica della struttura e della reattività delle più comuni classi di composti organici monofunzionali e polifunzionali di interesse biologico.

Per le principali classi di composti organici verranno illustrate le proprietà e le regole base di nomenclatura. Alcani e cicloalcani: isomeria costituzionale e conformazionale. Stereochimica: isomeria configurazionale degli alcheni e configurazioni del carbonio chirale; enantiomeri, miscuglio racemico e attività ottica; diastereoisomeri e composti meso. Aspetti generali connessi alla definizione del meccanismo di una reazione organica. Addizione elettrofila al doppio legame degli alcheni e conseguenze stereochmiche: addizione di acidi alogenici e idratazione acido catalizzata degli alcheni. Reazioni di riduzione degli alcheni. Benzene e composti aromatici: concetto di aromaticità e strutture di risonanza.Effetti induttivi e di risonanza sull'acidità e basicità dei derivati del benzene. Cenni alle reazioni di sostituzione elettrofila aromatica. Alogenuri alchilici: meccanismi delle reazioni di sostituzione nucleofila alifatica e di eliminazione. Alcoli, fenoli e tioli: proprietà acido-base. Principali reazioni degli alcoli: conversione ad alogenuri alchilici, disidratazione ad alcheni ed ossidazione a composti carbonilici. Cenni alla reattività degli eteri, tioli, solfuri e disolfuri. Apertura dell’anello epossidico. Reazioni di sostituzione nucleofila nei sistemi biologici. Classificazione delle ammine; confronto della basicità di ammine alifatiche, aromatiche ed eterocicliche; ammine come nucleofili. Acidi carbossilici: struttura e acidità. Reattività dei derivati degli acidi carbossilici nelle reazioni di sostituzione nucleofila acilica. Attivazione del gruppo carbonilico nei sistemi biologici: fosfati, pirofosfati e tioesteri. Idrolisi e riduzione dei derivati degli acidi. Aldeidi e chetoni: reazioni di addizione ai composti carbonilici di acido cianidrico e di nucleofili all'ossigeno e all’azoto; reazioni di riduzione e ossidazione. Tautomeria cheto-enolica in aldeidi e chetoni; cenni sulle proprietà del carbonio in posizione α (Cα) reazioni di condensazione aldolica e formazione di composti carbonilici αβ-insaturi. Enolati dei derivati degli acidi carbossilici; condensazione di Claisen e decarbossilazione dei β-chetoacidi. Condensazioni aldoliche e di Claisen miste. Struttura, nomenclatura e proprietà delle principali classi di biomolecole. Classificazione dei carboidrati e serie sterica nei monosaccaridi. Mutarotazione, formazione e idrolisi di glicosidi, riduzione e ossidazione dei monosaccaridi. Reazione di epimerizzazione e conversione aldoso/chetoso. Vitamina C e glicosidi naturali. Cenni sui disaccaridi naturali (maltosio, lattosio, saccarosio) e sui polisaccaridi (amido, cellulosa, chitina e polisaccaridi acidi). Struttura primaria delle proteine. Amminoacidi: stereochimica, equilibri acido-base e formazione del legame peptidico. Cenni sulla sintesi dei peptidi in laboratorio. Lipidi saponificabili (cere, trigliceridi, fosfolipidi, sfingolipidi), caratteristiche strutturali e aspetti supramolecolari. Reazione di idrolisi e irrancidimento degli oli (cenni ai radicali e al meccanismo delle reazioni radicaliche). Struttura e proprietà dei lipidi non saponificabili: colesterolo e composti stereoidei, vitamine e cenni a terpeni e eicosanoidi. Struttura delle basi azotate e degli zuccheri negli acidi nucleici. Nomenclatura di nucleosidi e nucleotidi ed esempi di importanti intermedi biochimici.

Chimica 1 (Chimica generale, inorganica e chimica-fisica)

Il programma verrà svolto in lezioni frontali, intervallate dallo svolgimento di esercizi in classe, in gruppo, per acquisire familiarità con la rappresentazione delle molecole organiche, la nomenclatura sistematica, le convenzioni stereochimiche e la simbologia delle reazioni organiche. Verranno proposte quiz on-line per la verifica dell'apprendimento. Sono previste esercitazioni in laboratorio allo scopo di sperimentare i concetti appresi nelle lezioni frontali e familiarizzare lo studente con le operazioni di base necessarie per manipolare, purificare e caratterizzare semplici composti organici o anche di interesse biologico. Questo insegnamento fa parte del percorso di “Biotecnologie quantitative 1” in cui gli studenti nei laboratori di Fisica, Chimica 2 e Istologia produrranno dei dati sperimentali che verranno poi analizzati durante le esercitazioni di Statistica. Lo scopo è quello di creare un percorso integrato che va dalla produzione del dato di laboratorio alla sua analisi statistica utilizzando specifici software. Oltre a rivolgersi al docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione della preparazione dello studente si baserà sulla comprensione degli argomenti svolti, sull'acquisizione dei concetti e delle metodologie proposte e sulla capacità di applicarli in modo autonomo e consapevole.

• Titolo: Elementi di Chimica Organica, Autori: Bruce, P.Y., Luogo: Napoli, Anno: 2017, Editore: EdiSES, Note: edizione 2017 e successive.

1. Conoscenza e comprensione: Conoscere e interpretare le leggi fondamentali della meccanica, fluidodinamica, elettromagnetismo e ottica. Comprendere le basi fisiche di fenomeni biologici.
2. Capacità di applicare conoscenza e comprensione: Capacità di affrontare e risolvere problemi numerici e concettuali applicando le leggi fisiche. Utilizzare correttamente la strumentazione di laboratorio per la raccolta di dati sperimentali.
3. Autonomia di giudizio: Valutare criticamente la coerenza dei risultati ottenuti in problemi teorici e attività pratiche. Interpretare i dati sperimentali alla luce della teoria degli errori.
4. Abilità comunicative: Imparare ad utilizzare la terminologia scientifica appropriata per descrivere fenomeni fisici. Saper redigere relazioni di laboratorio sintetiche e rigorose.
5. Capacità di apprendimento: Sviluppare un metodo di studio che integri lezioni frontali, esercitazioni a casa e simulazioni digitali per approfondire i concetti.

Per seguire con profitto l’insegnamento sono richieste:

• Matematica: Conoscenza dell'algebra elementare, geometria piana e trigonometria.
• Calcolo: Padronanza del calcolo vettoriale, dei concetti di derivata e integrale per funzioni di una o più variabili reali.

Il corso è erogato in presenza e prevede:

• Lezioni frontali: Esposizione della teoria con esempi applicativi ed esercizi svolti.
• Esercitazioni guidate: Risoluzione di problemi alla lavagna con coinvolgimento degli studenti (modalità a piccoli gruppi).
• Saranno assegnati esercizi aggiuntivi da risolvere a casa che verranno poi discussi con le studentesse e studenti dal docente e nelle sessioni dedicate di tutorato.
• Laboratorio: Esperienze pratiche e analisi dei dati sperimentali. Al termine delle esperienze è prevista la redazione di brevi relazioni con discussione delle misure raccolte e dei risultati ottenuti.
• Uso di Simulazioni: Integrazione di laboratori virtuali (PhET, oPhysics) per visualizzare fenomeni complessi.

Questo insegnamento fa parte del percorso di “BIOTECNOLOGIE QUANTITATIVE 1” in cui gli studenti nei laboratori di Fisica, Chimica 2 e Istologia produrranno dei dati sperimentali che verranno poi analizzati durante le esercitazioni di Statistica. Lo scopo è quello di creare un percorso integrato che va dalla produzione del dato di laboratorio alla sua analisi statistica utilizzando specifici software.

Accessibilità: Oltre a rivolgersi al docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Sarà valutata la correttezza formale e concettuale nell'applicazione delle leggi fisiche, la chiarezza nello svolgimento e l'appropriatezza del linguaggio tecnico. Alla valutazione finale contribuiscono anche le relazioni di laboratorio: le relazioni di laboratorio devono dimostrare la capacità di analisi e interpretazione dei dati.

• Alessandrini, A., Fisica per le scienze della vita, Casa Editrice Ambrosiana (Milano), 2023.
• Walker, J., Halliday-Resnick, Fondamenti di Fisica, Casa Editrice Ambrosiana (Bologna), 2023.

Il corso è diviso in una parte generale che tratta le nozioni di base dell’istologia ed embriologia e in una parte speciale dedicata all’anatomia veterinaria degli animali da laboratorio e all’anatomia umana. Lo/la studente/essa dovrà essere in grado di descrivere l’organizzazione generale del corpo dei mammiferi e dell’uomo. In particolare deve riconoscere i tessuti, attribuire la giusta morfologia e topografia degli organi, comprendere e spiegare l'organizzazione microscopica degli organi. Inoltre, dovrà essere in grado dimostrare di aver compreso le fasi di sviluppo dei mammiferi (embriologia). Nella trattazione della parte speciale veterinaria saranno prese in considerazione le specie di più comune utilizzo nella ricerca biotecnologica.

6 CFU, 56 ore di cui 40 ore frontali e 16 di laboratorio.

Istologia (16 ore di laboratorio, 1 CFU): 1-Tessuto epiteliale: descrizione morfologica strutturale ed ultrastrutturale, classificazione, funzione e localizzazione di epiteli a) di rivestimento, b) ghiandolari esocrini ed endocrini, c) sensoriali, d) epiteli particolarmente differenziati. 2- Tessuto connettivo: a) Tessuti connettivi propriamente detti: fibrillare lasso, reticolare, elastico, connettivo denso, adiposo uniloculare e multiloculare; b) Tessuto cartilagineo; c) Tessuto osseo non lamellare e lamellare, tessuto osseo compatto e spugnoso. Ossificazione diretta ed indiretta. 3- Tessuto muscolare: organizzazione morfologica e classificazione (tessuto muscolare liscio, tessuto muscolare striato scheletrico e cardiaco), struttura delle miofibrille. 4- Tessuto nervoso: morfologia del neurone e loro classificazione. Cellule della glia. Struttura del nervo. Sinapsi. Organizzazione anatomica e funzionale del SNC e SNP.

Embriologia (1 CFU, 8 ore frontali): Spermatogenesi e spermioistogenesi. Ovogenesi e follicologenesi. Fecondazione. Formazione dello zigote. Segmentazione: modalità e significato, tipi di uovo, tipi di segmentazione. Morula. Blastocisti: impianto e annidamento. Gastrulazione. Derivati ectodermici, mesodermici ed endodermici. Annessi embrionali: diversi tipi di placenta nei mammiferi.

Anatomia macroscopica e microscopica dei mammiferi (2 CFU, 16 ore frontali): Aspetti comparativi delle caratteristiche anatomiche delle specie di più comuni utilizzate nella ricerca biotecnologica, con particolare attenzione agli apparati digerente, respiratorio, urinario, riproduttore maschile e femminile ed endocrino, tegumentario.

Anatomia macroscopica umana (2 CFU, 16 ore frontali): Terminologia Anatomica e principi generali dell’organizzazione del corpo umano. Apparato scheletrico (colonna vertebrale, osso sacro, gabbia toracica, osso dell'anca e bacino). Apparato cardiocircolatorio (cuore, scheletro cardiaco, sistema di conduzione, circolazione polmonare e sistemica). Apparato respiratorio (faringe, laringe, trachea, bronchi principali e albero bronchiale, polmoni). Apparato digerente (esofago, stomaco, intestino tenue e intestino crasso, fegato).

Le lezioni frontali sono organizzate in modo da stimolare la partecipazione attiva degli studenti, con visione di immagini istologiche e di anatomia macroscopica. E’ prevista inoltre una parte esercitazionale in aula microscopi per la visione di preparati istologici.

Questo insegnamento fa parte del percorso di “Biotecnologie quantitative 1” in cui gli studenti nei laboratori di Fisica, Chimica 2 e Istologia produrranno dei dati sperimentali che verranno poi analizzati durante le esercitazioni di Statistica. Lo scopo è quello di creare un percorso integrato che va dalla produzione del dato di laboratorio alla sua analisi statistica utilizzando specifici software.

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Verrà valutata la conoscenza delle diverse fasi dello sviluppo embrionale dei mammiferi, dei tessuti istologici e degli organi che compongono gli apparati, usando una terminologia anatomica corretta. Inoltre, verrà valutata la capacità di mettere in relazione gli organi tra loro (anatomia topografica) e di mettere in evidenza le differenze di specie (anatomia comparata).

• Titolo: Anatomia umana, Autori: Saladin, Kenneth S.,, Luogo: Padova, Anno: 2017, Editore: Piccin, Note: --.
• Titolo: Anatomia umana, Autori: Martini, Frederic H, Luogo: Napoli, Anno: 2019, Editore: EdiSES, Note: --.
• Titolo: Anatomia veterinaria regionale e applicata, Autori: Grandis A, Cozzi B, Bombardi C, Graic JM, Acocella F, Luogo: --, Anno: 2022, Editore: Antonio Delfino Editore, Note: --.
• Titolo: Embriologia: Morfogenesi e anomalie dello sviluppo, Autori: Castaldo L, Patruno MV, Bombardi C, Di Giancamillo A, Lucini C, Maruccio L, Melotti L, et al......, Luogo: Napoli, Anno: 2024, Editore: Idelson - Gnocchi, Note: IV edizione.
• Titolo: Junqueira, Istologia testo e atlante Anthony L. Mescher, Autori: Anthony L. Mescher, Luogo: Padova, Anno: 2020, Editore: Piccin, Note: --.
• Titolo: Lab practical of veterinary histology, Autori: Patruno Marco, Luogo: Padova, Anno: 2010, Editore: Libreria internazionale Cortina, Note: --.

Questa attività didattica prevede l'accertamento della conoscenza della lingua Inglese ad un livello B2 del Consiglio d'Europa. Il Test di Abilità Linguistiche (TAL) viene somministrato dal CLA, Centro Linguistico di Ateneo. Il CLA fornisce altresì corsi di preparazione al TAL. Informazioni dettagliate sono pubblicate alla pagina https://www.scienze.unipd.it/didattica/lingua-inglese/lauree/ Talune certificazioni esterne sono accettate ed esonerano dal sostenere l'esame. Le procedure per il riconoscimento sono visualizzabili all’interno dei siti delle Scuole o dei Corsi di Studio, nella sezione relativa all’idoneità linguistica: https://www.unipd.it/riconoscimento-certificazioni-esterne

Lo studente acquisirà le abilità logiche, analitiche e computazionali per il calcolo di limiti, lo studio di funzioni, per il calcolo di integrali e la soluzione di equazioni differenziali di primo e secondo ordine. Inoltre lo studente imparerà a trasformare un problema in un modello differenziale da risolvere analiticamente. Per la statistica lo studente acquisirà le conoscenze di statistica descrittiva, inferenziale e l'analisi di dati con il linguaggio R.

Matematica. Elementi di logica matematica. Richiami di teoria degli insiemi. Applicazioni tra insiemi: grafico di un'applicazione; applicazioni composte, applicazioni iniettive, suriettive, inversa di un'applicazione. Funzioni reali di variabile reale. Monotonia ed invertibilità. Inverse di funzioni esponenziali, inverse locali di funzioni trigonometriche. Intorni, punti di accumulazione, limiti di funzioni e loro proprietà. Funzioni infinite ed infinitesime. Funzioni continue e loro proprietà. Derivabilità di una funzione. Teoremi di Rolle, Lagrange ed applicazioni allo studio della crescenza e decrescenza di funzioni derivabili. Regola di L'Hôpital. Derivate di ordine superiore. Studio di funzioni e disegno del loro grafico. Ricerca di rami asintotici. Confronto tra infinitesimi (risp. infiniti). Ordine di infinitesimo (risp. infinito). Approssimazione di funzioni, Formula di Taylor e proprietà' del resto. Calcolo approssimato. Integrale indefinito e metodi di integrazione di funzioni continue. Integrale definito. Teorema della media integrale, Teorema di Torricelli ed applicazioni al calcolo integrale. Studio di funzioni integrali. Calcolo di aree piane. Cenni all'integrazione generalizzata. Equazioni differenziali del primo ordine. Esempi fisici e biologici. Metodi risolutivi nel caso lineare e nel caso a variabili separabili. Cenni ad alcuni casi di secondo ordine. Analisi di alcuni problemi concreti di natura fisica e biologica risolubili attraverso lo studio di equazioni differenziali. Elementi di algebra lineare: matrici e determinanti. Elementi di calcolo vettoriale: vettori, loro coordinate e operazioni elementari; prodotto scalare, prodotto vettoriale e prodotto misto, loro significato geometrico-fisico e calcolo per mezzo delle coordinate.

Statistica:

Statistica descrittiva Distribuzioni di frequenza, indici di posizione e di variabilità, analisi grafiche. Relazioni tra variabili: dipendenza in distribuzione e in media. Modello di regressione lineare.

Statistica inferenziale. Elementi di Calcolo delle Probabilità, stimatori e proprietà, intervalli di confidenza, teorema del limite centrale, teoria dei test (sistema d'ipotesi, statistica test, regione di rifiuto, livello di significatività, decisione, interpretazione).

Introduzione all’analisi dei dati con il linguaggio R. Importazione dei dati, esplorazioni grafiche, calcolo di indici riassuntivi, analisi di modelli di regressione, applicazione delle principali tecniche inferenziali (intervalli di confidenza e test di ipotesi). Questo insegnamento fa parte del percorso di “Biotecnologie quantitative 1” in cui gli studenti apprendono il linguaggio di analisi dei dati R allo scopo di metterli nelle condizioni di poter replicare quanto appreso in laboratorio durante tutto l’insegnamento.

I prerequisiti di base sono le nozioni già acquisite nelle scuole superiori. Ad esempio, saper risolvere equazioni di primo e secondo grado, di sistemi lineari, interpretazione geometrica di una retta nel piano/spazio. Saper scomporre o fattorizzare un polinomio è un'altra nozione fondamentale. Divisione tra polinomi e regola di Ruffini.Comunque questi concetti verranno eventualmente ripresi.

Lezioni in aula di teoria ed esercizi. Ogni nuovo argomento viene dapprima affrontato da un punto di vista teorico generale, quindi esemplificato e sviluppato in più contesti applicativi attraverso numerosi esempi ed esercizi. Le lezioni verranno svolte mediante tablet; lo studente viene condotto passo passo dal problema iniziale verso la sua soluzione, che spesso presenta un carattere di complessità ed originalità (= non ripetitività).

Per statistica inoltre, lezioni in laboratorio informatico dove verrà utilizzato il software R per imparare ad analizzare insiemi di dati con gli strumenti di statistica descrittiva e inferenziale trattati a lezione.

Durante l’insegnamento si prevede di assegnare attività di autovalutazione.

Uso dell’IA: non previsto né autorizzato nelle attività didattiche e valutative

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Non sono previsti criteri di valutazione oltre al voto dell'esame scritto. Però si proporranno dei quiz di autovalutazione per verificare la propria preparazione e stimolare l'interazione tra studente e docente

Matematica Un testo suggerito per consultazione/ispirazione è C. Sbordone e F. Sbordone: “Matematica per le Scienze della Vita”, EdiSES Napoli, 2018 ISBN: 978-88-7959-829-3 Il docente inoltre fornirà il pdf delle lezioni e, in ogni settimana, un foglio di esercizi. Statistica Sheldon M.Ross, Introduzione alla statistica, seconda edizione, 2010 o successive, Apogeo Education, 978-88-916-0267-1

L'insegnamento ha lo scopo di fare recuperare le conoscenze di matematica agli/alle studenti/esse ai/alle quali nel test di ingresso è stato assegnato l'OFA (Obbligo Formativo Addizionale) in matematica. Per superare questo insegnamento si deve frequentare il corso MooC "Matematica di Base - Recupero OFA" sulla piattaforma Federica entrando con le credenziali istituzionali ([email protected]).

La prova finale consiste nella scrittura, presentazione e discussione di una relazione (elaborato di laurea) relativa all'attività effettuata durante il tirocinio. Questo potrà articolarsi in due modalità,

con lo stesso valore formativo:

1a. TESI COMPILATIVA: identificazione di concerto con il Tutor di un argomento di ambito biotecnologico da analizzare in modo approfondito. Il lavoro di tesi prende avvio da un’accurata

ricerca bibliografica sull’argomento scelto. Sulla base di una sintesi critica e con il supporto del Tutor, lo studente individua quindi un problema e/o un aspetto ancora poco sviluppato. A partire

da tale analisi, seleziona infine una review e un articolo scientifico pertinenti, sui quali sarà incentrato l’elaborato di tesi. La review servirà per la stesura della parte introduttiva, mentre

l’analisi critica da parte dello studente verterà principalmente sull’articolo scientifico selezionato.

1b. TESI SPERIMENTALE: sviluppo di attività sperimentali svolte nell’ambito dei progetti di interesse del Tutor di riferimento. L’elaborato finale verterà sui dati ottenuti e sulla loro discussione critica.

Il Tutor ha la funzione di guidare lo studente nell’organizzazione dell’elaborato finale, di approvarne il contenuto e di esprimere una valutazione circostanziata sul bagaglio culturale dello

studente. Inoltre, nel caso delle attività di tipo a) ha il ruolo di guidare lo studente nella ricerca bibliografica e nell’identificazione degli articoli sui quali verterà l’elaborato di tesi.

L’elaborato di laurea potrà essere redatto sia in lingua italiana sia in lingua inglese.

La prova finale si conclude con la presentazione dell’elaborato di laurea in presenza del Tutor e di un altro docente dell’Ateneo di Padova, secondo le modalità da questi identificate. La

presentazione e la discussione dell’elaborato potranno essere effettuati in lingua inglese.

L'insegnamento intende formare lo studente sia in modo generale che dettagliato sulle norme e prassi legate alla sicurezza da rispettare quando si lavora nei laboratori didattici e di ricerca in ambito chimico e biochimico.

Il corso verte sulla formazione specifica relativa ai rischi nei laboratori chimici e biochimici e sulle buone pratiche da adottare.

Le lezioni affrontano le seguenti tematiche:

-Buone prassi di laboratorio (GLP - Good laboratory practice). Dispositivi di protezione individuale (DPI). Dispositivi per la sicurezza nei laboratori.

• Rischi in generale. Primo soccorso e primi interventi
• Tossicità delle sostanze
• Etichettatura delle sostanze e schede di sicurezza
• Spandimenti accidentali e liquidi criogenici
• Infiammabili. Rischio Incendio. Procedure di esodo; Gas tossici
• Rifiuti chimici
• Rischio elettrico
• Rischi da campi magnetici
• Rischi da radiazioni elettromagnetiche
• Rischi da radiazioni ottiche artificiali
• Analisi di incidenti realmente avvenuti in impianti chimici.

Rischio biologico:

• campi di applicazione della normativa;

• classificazione degli agenti biologici;

• applicazioni pratiche;

• valutazione del rischio biologico;

• misure tecniche, organizzative e procedurali;

• misure e livelli di contenimento.

Microrganismi geneticamente modificati (MOGM):

• campi di applicazione;

• normativa specifica;

• notifica d’impianto e notifica d’impiego;

• autorizzazioni ministeriali;

• valutazione del rischio da MOGM;

• gestione del rischio da MOGM;

• misure e livelli di contenimento;

• requisiti degli impianti per la manipolazione dei MOGM;

• attrezzature di laboratorio, procedure operative e DPI.

Norme generali di prevenzione e protezione:

• vie di penetrazione inalatoria, cutanea, ingestione.

Non sono richiesti prerequisiti.

Per lo studente l’insegnamento è formato da

due corsi online e da 4 ore erogate in presenza dal docente del corso.

I due corsi online sono forniti nell’area intranet di Sicurezza dell’Università di Padova e sono :

- “FORMAZIONE GENERALE dei lavoratori per la salute e la sicurezza nei luoghi di lavoro (4 ore)”

necessario per tutti coloro che si configurano come "lavoratori" secondo la definizione data

all'art. 2 del D.Lgs 81/08 e, quindi, anche per gli studenti che dovranno accedere ai laboratori

didattici come previsto dal proprio piano di studi.

- “FORMAZIONE SPECIFICA in materia di tutela della salute e della sicurezza dei lavoratori

impiegati nelle attività di laboratorio - "Classe di rischio alto" (12 ore)

Entrambi i corsi online forniscono un attestato dopo il superamento di test finali.

- Le ore in presenza (4 ore) riguardano tematiche specifiche del rischio chimico, approfondendo e

integrando concetti sviluppati nei due corsi online.

Oltre a rivolgersi alla docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

I criteri di valutazione con cui viene effettuata la verifica delle conoscenze e delle abilità acquisite sono:

- completezza delle conoscenze acquisite;

- capacità di descrivere analiticamente gli elementi che compongono un laboratorio in sicurezza e le modalità di attività di un lavoratore in un laboratorio chimico e biochimico;

- proprietà nella terminologia tecnica da usare sia in forma scritta che orale, come anche tramite simboli e sigle;

- capacità di coerenza con cui dalla situazione di rischio si interpreta come agire e usare i dispositivi tecnici a disposizione;

- abilità di applicare le conoscenze apprese a situazioni reali legate alla sicurezza di un laboratorio chimico e biochimico.

Copia digitale delle diapositive presentate a lezione è resa disponibile sulla piattaforma Moodle/e-learning.

Fornire gli elementi culturali per comprendere le relazioni tra organizzazione e funzione delle molecole - acidi nucleici e proteine - presenti nella cellula. Fornire i mezzi per un approccio molecolare alla comprensione dell'espressione del genoma e della sua regolazione. Lo studente apprenderà i fondamenti della tecnologia del DNA ricombinante, con enfasi sui processi di clonaggio e manipolazione genica.

Lezioni frontali in aula e attività sperimentali nei laboratori didattici. Questo insegnamento fa parte del percorso di “Biotecnologie quantitative 2” in cui gli studenti saranno coinvolti in una attività sperimentale integrata che comprende il clonaggio ed espressione di una proteina fluorescente ricombinante (Biologia molecolare e Ing. Genetica, 32h, 2 CFU), l’analisi dei livelli di mRNA (qRT-PCR, Biotecnologie microbiche, 16h, 1 CFU) e di proteina espressa (Western Blotting, Biochimica 2, 16h, 1 CFU) e la successiva elaborazione statistica dei dati tramite R. Lo scopo è quello di creare un percorso integrato che va dalla produzione del dato biologico alla sua analisi statistica in continuità con quanto appreso nel percorso di "Biotecnologie quantitative 1".

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Verifica dell'acquisizione di un linguaggio appropriato e specifico sulle tematiche proposte. Verifica della comprensione dei livelli di regolazione dell'espressione e della conservazione del genoma nelle cellule batteriche ed eucariotiche con capacità analitica e sintetica. Il problema sul clonaggio verrà valutato in termini di completezza e accuratezza delle risposte, doti di sintesi nel formulare i concetti, capacità di collegamento fra diversi argomenti (consequenzialità logica). Verifica della capacità di raccogliere e interpretare dati, formulando valutazioni autonome e critiche.

• Titolo: Biologia Molecolare (III edizione), Autori: F., Amaldi; Benedetti, Pietro; G., Pesole; P., Plevani, Luogo: --, Anno: 2018, Editore: CASA EDITRICE AMBROSIANA, Note: --.
• Titolo: Biotecnologie molecolari (II edizione), Autori: Brown T.A., Luogo: --, Anno: 2017, Editore: Zanichelli, Note: --.
• Titolo: Dai geni ai genomi (III edizione), Autori: Dale J.W., von Schantz M, Luogo: --, Anno: 2013, Editore: EdiSES, Note: --.
• Titolo: Metodologie biochimiche e biomolecolari (I edizione), Autori: Maccarone M., Luogo: --, Anno: 2019, Editore: Zanichelli, Note: --.
• Titolo: Tecniche e metodi per la Biologia molecolare (I edizione), Autori: F., Amaldi; Benedetti, Pietro; G., Pesole; P., Plevani, Luogo: --, Anno: 2021, Editore: CASA EDITRICE AMBROSIANA, Note: --.

Le tematiche affrontate durante il corso si prefiggono di fornire agli studenti gli strumenti necessari per delucidare il ruolo svolto dai microrganismi in diversi ambiti di studio e applicazione delle biotecnologie. Verranno illustrati inoltre i principi delle tecnologie fermentative su larga scala ed esempi relativi a produzioni biotecnologiche microbiche di interesse industriale. In relazione ai descrittori di Dublino:

Conoscenza e capacità di comprensione (Knowledge and Understanding)

Al termine del corso, lo studente avrà acquisito conoscenze relative al ruolo dei microrganismi nei principali ambiti di applicazione delle biotecnologie, comprendendo i principi biologici e tecnologici alla base dei processi fermentativi su larga scala e delle produzioni biotecnologiche microbiche di interesse industriale.

Capacità di applicare conoscenza e comprensione (Applying Knowledge and Understanding)

Lo studente sarà in grado di applicare le conoscenze acquisite per analizzare e interpretare il ruolo dei microrganismi nei processi biotecnologici, nonché per comprendere e valutare le principali tecnologie fermentative impiegate nelle produzioni industriali.

Autonomia di giudizio (Making Judgements)

Lo studente svilupperà la capacità di valutare criticamente l'impiego dei microrganismi e delle tecnologie fermentative in differenti contesti biotecnologici, considerando aspetti scientifici, tecnologici e produttivi.

Abilità comunicative (Communication Skills)

Lo studente sarà in grado di descrivere e discutere con terminologia scientifica appropriata i processi biotecnologici basati sull'impiego di microrganismi, illustrandone le applicazioni e le potenzialità nei diversi settori industriali.

Capacità di apprendimento (Learning Skills)

Lo studente acquisirà gli strumenti metodologici necessari per approfondire autonomamente tematiche relative alla microbiologia applicata e alle biotecnologie industriali, aggiornandosi sull'evoluzione delle conoscenze e delle tecnologie del settore.

Durante il corso verrà introdotta la tematica delle fermentazioni industriali. Si approfondiranno le cinetiche di crescita microbica in sistemi industriali discontinui, semicontinui e continui, anche attraverso lo studio di alcuni modelli matematici. Si analizzerà il design di un processo fermentativo industriale, valutando la composizione del mezzo colturale, lo sviluppo dell’inoculo, il processo fermentativo ed i principali parametri ambientali da considerare, il recupero dei prodotti target (down-stream process) e lo scale-up. Verranno considerate le evoluzioni di mercato e di imprenditorialità nel settore delle biotecnologie microbiche. Verranno, quindi, proposti esempi di biotecnologie microbiche applicate al campo alimentare ed energetico, alla produzione per via fermentativa di bioplastiche/antibiotici. Si introdurrà il concetto di biorisanamento in particolare di corpi idrici e dei suoli. Verranno presentati ed analizzati sistemi avanzati per l’espressione e la purificazione di prodotti proteici in organismi eucariotici, l’utilizzo di microrganismi come vettori per veicolare DNA o proteine/peptidi a scopo terapeutico/vaccinale. Infine, gli studenti saranno introdotti all’utilizzo dei batteriofagi quale terapia alternativa all’impiego degli antibiotici. In particolare il programma sarà articolato in: - Il ruolo dei microorganismi nella produzione di beni e servizi nelle fermentazioni industriali, cenni di mercato e nuova imprenditorialità nel settore delle biotecnologie microbiche (2 ore). - Cinetiche di crescita microbica in sistemi industriali discontinui: tropofase e idiofase, metaboliti primari e secondari di interesse industriale (3 ore). - Cinetiche di crescita microbica e bilanci di massa in sistemi continui, modello di Monod (3 ore). - Cinetiche di crescita microbica in sistemi semicontinui (1 ora). - Design di un processo fermentativo industriale: composizione del mezzo colturale, sviluppo dell’inoculo, il processo fermentativo (bioreattori, aerazione ed agitazione) e controlli di importanti parametri chimico-fisici di processo (pH, temperatura, viscosità), recupero dei prodotti target (down-stream process) scale-up (4 ore). - Biotrasformazioni ad opera di enzimi: enzimi liberi e immobilizzati; enzimi “carrier-bound” e ”carrier-free”; applicazioni industriali di enzimi liberi ed immobilizzati (1 ora). - Biotecnologie microbiche in campo alimentare ed energetico: ad es., produzione di un alimento fermentato e bioetanolo (3 ore). - Produzione di bioplastiche per via fermentativa: biopolimeri vs plastiche fossili. Soluzioni biotecnologiche per convertire scarti industriali in bioplastiche (3 ore). - Produzione di antibiotici per via fermentativa: mercato mondiale; processi fermentativi, utilizzo di organismi filamentosi; penicilline e cefalosporine; miglioramento dei ceppi; esempi di processi industriali (4 ore). - I batteriofagi: alternativa all’impiego degli antibiotici (2 ore). - Tecniche molecolari per la rilevazione e l’identificazione di microrganismi o contaminanti microbici in campioni di origine biologica, ambientale, alimentare, ecc. (3 ore). - Espressione e produzione di proteine ricombinanti in microrganismi eucariotici (4 ore). - Virus come vettori per la veicolazione di geni terapeutici (4 ore). - Produzione di vaccini ricombinanti (3 ore). L’insegnamento prevede 32 ore di laboratorio che verranno articolate come segue: - metodi molecolari per l'identificazione di specie batterica (16 ore) - Analisi della presenza di RNA virale in campioni mediante utilizzo di tecniche molecolari (16 ore)

Si richiedono conoscenze di Microbiologia Generale, Biochimica e Genetica, con particolare riferimento alla struttura e all'organizzazione della cellula procariotica ed eucariotica, ai principali processi metabolici, ai meccanismi di trasmissione ed espressione dell'informazione genetica, nonché alle interazioni tra microrganismi e ambiente

Oltre alle lezioni frontali, sono previsti laboratori specialistici allo scopo di mettere a disposizione degli studenti gli strumenti basilari per comprendere alcuni aspetti della biologia dei microrganismi e le potenziali applicazioni biotecnologiche. Le attività di laboratorio sono descritte nel dettaglio al punto precedente. Nel corso, l’uso di strumenti di intelligenza artificiale generativa è consentito soltanto in specifici contesti, come per esempio nella fase di ricerca preliminare, per supportare la comprensione di argomenti complessi o per favorire la creatività nelle attività progettuali. Tuttavia, è vietato utilizzarli per la stesura completa di elaborati o per sostituire il lavoro personale, al fine di garantire l’integrità accademica e lo sviluppo delle competenze individuali.

Questo insegnamento fa parte del percorso di “Biotecnologie quantitative 2” in cui gli studenti saranno coinvolti in una attività sperimentale integrata che comprende il clonaggio ed espressione di una proteina fluorescente ricombinante (Biologia molecolare e Ing. Genetica, 32h, 2 CFU), l’analisi dei livelli di mRNA (qRT-PCR, Biotecnologie microbiche, 16h, 1 CFU) e di proteina espressa (Western Blotting, Biochimica 2, 16h, 1 CFU) e la successiva elaborazione statistica dei dati tramite R. Lo scopo è quello di creare un percorso integrato che va dalla produzione del dato biologico alla sua analisi statistica in continuità con quanto appreso nel percorso di "Biotecnologie quantitative 1".

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti

Per la valutazione verranno tenuti in considerazione: a) chiarezza espositiva b) completezza ed approfondimento degli argomenti oggetto della prova In particolare la valutazione terrà conto del livello di comprensione degli argomenti svolti, dell'acquisizione dei concetti e metodologie proposti e della capacità di applicazione acquisita. 

• Biotecnologie microbiche, Autori: Donadio, Stefano, Luogo: Milano, Anno: 2008, Editore: Casa editrice ambrosiana
• Fermentation microbiology and biotechnology, Autori: El-Mansi, Mansi, Luogo: Boca Raton [etc, Anno: 2012, Editore: CRC/Taylor & Francis.

Il corso fornisce le conoscenze di base per comprendere i processi di scambio di materia, energia e informazioni tra cellule, tessuti, organi e sistemi negli organismi complessi. Tali processi sono fondamentali per il mantenimento dell'omeostasi dell’ambiente interno e, di conseguenza, per la sopravvivenza dell’organismo. Inoltre, il corso include l’analisi di casi studio relativi alla fisiologia dei principali sistemi che compongono l’organismo umano. Questa seconda parte prevede approfondimenti tematici con interventi di esperti e introduzioni ai concetti di patofisiologia.

1.Scambi tra cellula e ambiente: premesse generali, trasporti transmembranari, trasduzione dei segnali chimici (1 CFU) 2.Eccitabilità: flussi ionici e potenziali transmembranari, il potenziale d’azione, canali ionici (0.5 CFU) 3.Comunicazione tra cellule: scariche di potenziali d’azione nei neuroni e nelle fibre nervose, conversione di stimoli ambientali in segnali elettrici, trasmissione sinaptica, comunicazione chimica tra le cellule (0.5 CFU) 4.Sistema nervoso: organizzazione anatomica, sistema motorio, sensoriale, autonomo e funzioni nervose superiori (1 CFU) 5.Sistema endocrino: ormoni e principali ghiandole(0.5 CFU) 6.Sistema muscolare: proteine motrici, muscolo scheletrico, biomeccanica della fibra muscolare, muscolo liscio, muscolo cardiaco (0.5 CFU) 7.Sistema cardiovascolare: elettrofisiologia cardiaca, meccanica cardiaca, regolazione del cuore, circolazione (1 CFU) 8.Sistema respiratorio: descrizione anatomica, meccanica respiratoria e ventilazione, scambi alveolari, trasporto di gas nel sangue, controllo nervoso e chimico dell’attività respiratoria, equilibrio acido-base e funzione respiratoria (1 CFU) 9.Sistema urinario: omeostasi idrico-elettrolitica, organizzazione anatomica, fisiologia renale (filtrazione, riassorbimento, secrezione), equilibrio acido-base e funzione renale (1 CFU)

Conoscenze di base di matematica, fisica, chimica, biologia.

Le lezioni frontali vengono erogate utilizzando come strumenti didattici files .ppt (con immagini, schemi e testi). L'insegnamento e', per quanto possibile, interattivo, con domande per stimolare la partecipazione critica degli studenti e verificare il grado di comprensione degli argomenti svolti. Oltre a rivolgersi alla docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La prova d'esame consisterà sia in domande con risposte vero/falso sia domande aperte

• Titolo: Fisiologia e biofisica delle cellule, Autori: Vanni Taglietti, Cesare Casella, Luogo: --, Anno: 0, Editore: EdiSES, Note: --.
• Titolo: Fondamenti di Fisiologia Generale e Integrata, Autori: Vanni Taglietti, Luogo: --, Anno: 0, Editore: EdiSES, Note: --.

Verranno acquisiti i principi e le conoscenze di base e molecolari per la comprensione dei principali meccanismi di trasmissione dei caratteri ereditari. Verranno acquisite le conoscenze della struttura e funzionamento dei geni, delle loro interazioni nonché della struttura e funzione dei genomi. Verrà conseguita un’esperienza diretta dell’uso di alcune metodologie della genetica mediante laboratori pratici che prevedono l’utilizzo di metodiche e strumentazioni impiegate nella disciplina della genetica.

Introduzione alla Genetica (0.5 CFU): Le principali scoperte e tappe storiche della ricerca genetica. Le diverse genetiche: formale, molecolare, genomica, genetica delle popolazioni. La ricerca genetica di base ed applicata: esempi. Materiale genetico e divisione cellulare nei Procarioti. Materiale genetico e divisione cellulare negli Eucarioti: mitosi e meiosi.

Struttura e funzione del materiale genetico (1,5 CFU): Componenti elementari degli acidi nucleici, DNA e RNA a confronto. Struttura del DNA: il modello di Watson e Crick. Genomi a RNA. Organizzazione del genoma nei fagi, nei Procarioti e negli Eucarioti.

La replicazione del DNA: modelli di replicazione; enzimologia della replicazione in E.coli; la replicazione in E. coli e negli Eucarioti.

Tecniche di replicazione del DNA in laboratorio: la reazione di amplificazione a catena (PCR). Separazione elettroforetica per la visualizzazione del DNA.

La trascrizione dell’RNA: classi di RNA nei Procarioti e negli Eucarioti; i geni che codificano proteine; fasi della trascrizione nei Procarioti e negli Eucarioti; maturazione dell’RNA messaggero. Cenni sulla regolazione dell’espressione genica; RNA non codificanti; rRNA e tRNA. Codice genetico e cenni sulla traduzione.

Le variazioni di struttura del gene (1 CFU): Mutazioni geniche: Adattamento versus selezione; definizione di mutazione; mutazioni spontanee ed indotte; tipi di mutazioni spontanee e conseguenze: tautomeria, perdita di basi, in/del; conseguenze dei diversi tipi di mutazione in una sequenza codificante proteine; esempi di agenti mutageni (radiazioni; agenti chimici diretti ed indiretti); riparazione dei danni indotti dagli UV come esempio di sistema di riparazione nei Procarioti e negli Eucarioti. I mutanti nello studio della genetica: mutanti visibili; condizionali; nutrizionali; di resistenza. Alterazioni cromosomiche: tipi e conseguenze.

Genetica formale (3 CFU): Eredità mendeliana: relazione genotipo-ambiente nella determinazione del fenotipo. trasmissione dei caratteri autosomici e legati al sesso. Eredità nell’essere umano: analisi di pedigree. Estensione dell’analisi genetica di tipo mendeliana: allelia multipla, alleli letali, interazione tra geni. Penetranza ed espressività. La complementazione e il test per l'allelismo di nuove mutazioni; esempi di test di complementazione.

La ricombinazione genetica: Associazione genica e crossing-over. Mappatura genetica negli organismi modello: incrocio con due e tre marcatori. Coefficienti di coincidenza e interferenza. Mappatura genetica nell'uomo mediante marcatori molecolari.

Nessuno

Il corso si articola in lezioni frontali ed esercitazioni di laboratorio. Le lezioni frontali verranno dedicate all’apprendimento e all’applicazione dei principi di base della genetica formale e molecolare. Le esercitazioni di laboratorio saranno indirizzate all’uso di alcune metodiche e strumentazioni impiegate nella disciplina della genetica.

Esercitazioni di laboratorio (1 CFU): sono previsti due titoli: 1) Studio di mutanti: segregazione di un fenotipo nel lievito Saccharomyces cereviasiae e analisi molecolare in Drosophila melanogaster, 2) Analisi di alberi genealogici umani per patologie determinate da caratteri mendeliani.

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Verranno valutate le capacità di impostazione e svolgimento dei problemi di genetica formale e molecolare e le abilità di esposizione di argomenti a carattere genetico, con particolare attenzione all’uso di terminologie, definizioni e concetti esatti.

• Aceto, Serena; Binelli, Giorgio; Ghisotti, Daniela; Aceto,Serena, Genetica. Napoli: EdiSes, 2023.
• Griffiths, Anthony J. F.; Doebley, John; Zollo, Massimo; Wassarman, David A.; Peichel, Catherine; Griffiths,Anthony J. F., Genetica: Principi di analisi formale. Bologna: Zanichelli, 2021.
• Russel Peter J, Genetica: Un approccio molecolare. Milano: Pearson, 2024.

Il corso si propone di fornire le conoscenze di base relative alla biologia dei microrganismi procarioti, eucarioti e dei virus per la comprensione delle proprietà fisiologiche, biochimiche, genetico-molecolari ed evolutive del mondo microbico.

Lezioni frontali (7 CFU): 1.Cenni alla storia della microbiologia e introduzione al mondo dei microrganismi(1 ora); 2.Generalità su batteri, virus ed agenti subvirali (2 ore); 3.Generalità sugli Archea e loro applicazioni biotecnologiche (2 ore); 4.Generalità sui funghi con focus su lieviti e muffe e loro applicazioni nelle biotecnologie (4 ore); 5.Cenni di parassitologia (2 ore); 6.Struttura/funzione dei componenti della cellula batterica (6 ore); 7.Crescita, esigenze nutrizionali, coltivazione, isolamento, identificazione/caratterizzazione di microrganismi (4 ore); 8.Cenni sul metabolismo batterico (1 ora); 9.Divisione cellulare/differenziamento nei procarioti (4 ore); 10.Genetica microbica/plasticità del genoma batterico (2 ore); 11.Agenti antimicrobici: controllo della crescita microbica mediante agenti chimici e fisici (2 ore); 12.Meccanismi d’azione di antibiotici e di antimetaboliti (2 ore); 13.Cenni ai meccanismi di resistenza (1 ora); 14.Interazione tra microrganismi, microrganismo-ospite ed ecologia microbica: quorum sensing, biofilm, elementi di patogenesi/virulenza (4 ore); 15. Virus che infettano le cellule eucariotiche: classificazione, caratteristiche generali e strategie replicative (6 ore); 16.Interazioni tra virus e cellula ospite (4 ore); 17.Isolamento e coltivazione dei virus (2 ore); 18.I farmaci antivirali e meccanismi di resistenza (2 ore); 19.I batteriofagi: caratteristiche generali e meccanismi di resistenza dei batteri all’infezione (enzimi di restrizione, meccanismo CRISPR-Cas9) (4 ore) Parte di laboratorio (2 CFU): 1.Preparazione di terreni di coltura solidi e liquidi (1 ora); 2.Colorazione e modalità di osservazione microscopica di preparati polimicrobici (3 ore); 3.Semina su terreno solido/liquido, isolamento ed identificazione di ceppi batterici (10 ore); 4.Saggi di sensibilità ai farmaci antibatterici (5 ore); 5. Valutazione del numero di unità formanti colonia a partire da una coltura batterica pura 6.Isolamento di microrganismi da yogurt e latte (5 ore); 7. Valutazione del numero di microrganismi presenti in yogurt e latte (6 ore) 8. Test per la valutazione della pulizia microbiologica di superfici (2 ore)

Si richiedono conoscenze generali di Genetica e Biochimica.

Oltre alle lezioni frontali, sono previsti laboratori specialistici allo scopo di mettere a disposizione degli studenti gli strumenti basilari per comprendere alcuni aspetti della biologia dei microrganismi e le potenziali applicazioni biotecnologiche. Le attività di laboratorio sono descritte nel dettaglio al punto precedente. Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Per la valutazione verranno tenuti in considerazione: a) chiarezza espositiva b) completezza ed approfondimento degli argomenti oggetto della prova

• Titolo: Biologia dei microorganismi, Autori: G. Dehò Galli, Luogo: Milano, Anno: 0, Editore: CEA, Note: --.
• Titolo: Biologia dei Microorganismi, Autori: Brock, Luogo: --, Anno: 0, Editore: Pearson, Note: --.
• Titolo: Microbiologia generale Ottava edizione, Autori: J.Willey, L.Shenwood, C. Woolverton, Prescott's, Luogo: --, Anno: 0, Editore: McGraw-Hill, Note: --.
• Titolo: Principi di virologia molecolare, Autori: A.J.Cann, Luogo: Milano, Anno: 0, Editore: CEA, Note: --.

Al termine del corso, lo studente avrà conoscenze approfondite di morfologia e fisiologia molecolare delle piante, comprendendo l’organizzazione strutturale e funzionale delle piante e come esse interagiscano con l’ambiente circostante. Gli studenti avranno la possibilità di fare esperienza di elaborazione critica delle conoscenze acquisite

Morfologia Vegetale: - Le peculiarità della cellula vegetale: il vacuolo; la parete cellulare; i cloroplasti e i plastidi non fotosintetici. - Funzioni particolari del citoscheletro nella cellula vegetale: la citochinesi. - I tessuti vegetali: tessuti meristematici, tegumentali, parenchimatici, meccanici, conduttori, segregatori. - Struttura di fusto, radice e foglia. - Cicli ontogenetici e riproduzione delle piante; organizzazione e struttura del fiore; fecondazione, sviluppo del seme e del frutto. Fisiologia Vegetale: - Trasporti di membrana, relazioni idriche cellulari e trasporto a lunga distanza nello xilema e nel floema. Meccanismi di apertura e chiusura degli stomi. - Fotosintesi. Luce e pigmenti fotosintetici. Struttura e funzione dei fotosistemi. Trasporto fotosintetico lineare, ciclico e pseudociclico. Rubisco e ciclo di Calvin Benson. Fotorespirazione. Metabolismo C3, C4 e CAM. Metabolismo dell’amido e del saccarosio. - La nutrizione minerale delle piante. Assimilazione dell'azoto e dello zolfo. Simbiosi piante-microorganismi. - Risposte delle piante a segnali interni ed esterni: trasduzione del segnale nel nucleo e modificazione dell'espressione genica. Risposte delle piante agli ormoni, esempi del ruolo di citochinine, etilene, acido abscissico, gibberelline e auxina. Risposte delle piante alla luce e ad altri stimoli ambientali.

Conoscenze di base di biologia cellulare, chimica e biochimica

L'attività è organizzata in lezioni frontali in cui il docente farà uso di supporti multimediali. Nella parte iniziale del corso i docenti forniranno una panoramica dei contenuti. Nella seconda parte aspetti più specifici saranno discussi analizzando i dati più recenti in questo campo. Oltre a rivolgersi ai docenti del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumentI

Gli studenti saranno valutati per le loro conoscenze dei meccanismi principali della morfologia e fisiologia vegetale ma anche per la capacità di rielaborare in modo critico le conoscenze acquisite, soprattutto per quel che riguarda l'interazione struttura-funzione.

• Titolo: Botanica generale e diversità vegetale, Autori: Pasqua, Gabriella, Luogo: Padova, Anno: 2019, Editore: Piccin, Note: --.
• Titolo: Elementi di fisiologia vegetale, Autori: Rascio, Nicoletta, Luogo: Napoli, Anno: 2021, Editore: EdiSES, Note: --.

1. Conoscenza e comprensione

• Descrivere i concetti fondamentali della Patologia Generale, inclusi eziologia, patogenesi, lesioni, adattamento cellulare, danno cellulare reversibile e irreversibile, morte cellulare, infiammazione, risposta immunitaria, infezioni, neoplasie e patologie correlate agli alimenti.
• Conoscere e comprendere i principi fondamentali della tossicologia veterinaria e comparata, con particolare riferimento alla tossicocinetica, alla tossicodinamica, ai fattori che influenzano la tossicità e alle principali classi di sostanze tossiche.

2. Capacità di applicare conoscenza e comprensione

• Applicare i concetti di base della patologia generale all’interpretazione di esempi e casi semplici relativi a danno cellulare e tissutale, infiammazione, disordini immunitari, infezioni microbiche, patologie alimentari, sindrome metabolica e neoplasie.
• Applicare le conoscenze acquisite per comprendere le modalità di esposizione, assorbimento, distribuzione, biotrasformazione ed escrezione degli xenobiotici, nonché i principali meccanismi d'azione delle sostanze tossiche.

3. Autonomia di giudizio

• Distinguere i principali meccanismi patogenetici alla base delle alterazioni cellulari e tissutali, riconoscendo le relazioni tra causa, meccanismo di danno, lesione e conseguenze funzionali.
• Interpretare criticamente dati sperimentali relativi all'esposizione agli xenobiotici e ai loro effetti tossici, anche attraverso attività di laboratorio e analisi di casi studio.

4. Abilità comunicative

• Utilizzare in modo appropriato la terminologia della patologia generale per descrivere processi patologici, meccanismi cellulari e molecolari, quadri infiammatori, immunitari, infettivi e neoplastici.
• Utilizzare in modo appropriato il linguaggio tecnico della tossicologia e discutere con chiarezza e coerenza risultati sperimentali e dati tossicologici.

5. Capacità di apprendimento

• Acquisire strumenti concettuali utili per affrontare insegnamenti successivi e per interpretare criticamente materiali didattici, articoli scientifici e casi applicativi nell’ambito delle biotecnologie, della salute e delle patologie correlate agli alimenti.
• Integrare conoscenze teoriche, dati sperimentali e fonti bibliografiche o banche dati specialistiche per approfondire autonomamente tematiche di tossicologia veterinaria e comparata.

MODULO PATOLOGIA GENERALE COMPARATA

Lezioni frontali (5 CFU - 40 ore)

Il modulo affronta lo studio delle cause delle malattie, delle lesioni e dei meccanismi alla base del danno cellulare e tissutale, nonché delle risposte messe in atto da cellule e tessuti in seguito a stimoli patologici.

1.      Introduzione alla Patologia Generale

Concetti di salute, omeostasi e malattia; eziologia, patogenesi, lesioni, segni clinici e alterazioni funzionali. Cause genetiche, ambientali e multifattoriali di malattia.

2.      Adattamento, danno e morte cellulare

Adattamenti cellulari, danno cellulare reversibile e irreversibile, principali meccanismi di danno, necrosi e apoptosi.

3.      Fondamenti di immunologia

Barriere fisiche, chimiche e cellulari; immunità innata e adattativa; principali cellule immunitarie; concetti di antigene, anticorpo, presentazione dell’antigene e memoria immunologica.

4.      Infiammazione e riparazione tissutale

Infiammazione acuta e cronica, cellule e mediatori dell’infiammazione, formazione dell’essudato, manifestazioni sistemiche e processi di guarigione: rigenerazione, riparazione, cicatrice e fibrosi. Rapporto tra alimentazione e infiammazione.

5.      Disordini immunitari e ipersensibilità

Reazioni di ipersensibilità di tipo I, II, III e IV; concetti generali di autoimmunità e immunodeficienza; esempi di patologie immuno-mediate e allergie alimentari.

6.      Patologie infiammatorie intestinali e celiachia

Malattie infiammatorie croniche intestinali, morbo di Crohn e colite ulcerosa. Celiachia come modello di patologia immuno-mediata correlata agli alimenti.

7.      Meccanismi generali delle infezioni microbiche

Vie di ingresso dei microrganismi, barriere mucosali, colonizzazione, adesione, invasione e diffusione locale o sistemica. Esempi di patogeni alimentari e relativi meccanismi patogenetici.

8.      Neoplasie e cancerogenesi

Definizione di neoplasia, tumori benigni e maligni, criteri di malignità, trasformazione neoplastica, invasione e metastasi. Ruolo di alimenti e metaboliti come fattori di rischio nello sviluppo di neoplasie.

9.      Sindrome metabolica

Criteri diagnostici, fattori di rischio genetici e ambientali, fisiopatologia infiammatoria e metabolica. Relazioni tra obesità, infiammazione, insulino-resistenza, diabete, patologie cardiovascolari e steatosi epatica.

MODULO FARMACOLOGIA E TOSSICOLOGIA VETERINARIA E COMPARATA

Lezioni frontali (3 CFU - 24 ore)

1.     Tossicocinetica

Vie di esposizione; assorbimento e passaggio attraverso le membrane biologiche; distribuzione tissutale; biotrasformazione; escrezione.

2.     Tossicodinamica

Meccanismi d’azione degli xenobiotici.

3.     Tossicologia generale

Concetti generali di tossicologia; tossicità acuta, subacuta e cronica; fattori che influenzano la tossicità; trasporto, accumulo e bioattivazione degli xenobiotici.

4.     Principali classi di sostanze tossiche

Contaminanti ambientali, metalli pesanti, erbicidi, insetticidi, micotossine e composti azotati.

Attività di laboratorio ed esercitazioni (1 CFU - 16 ore)

Determinazione spettrofotometrica dell’attività dell’acetilcolinesterasi sierica nel siero di bovino; dosaggio delle aflatossine totali mediante kit ELISA competitivo; laboratorio virtuale con lettura e discussione di un articolo scientifico di tossicologia; approccio computazionale mediante consultazione di banche dati tossicologiche.

Conoscenze e competenze di base biologia cellulare, anatomia e fisiologia degli organismi viventi semplici e complessi, nonché dei meccanismi biochimico-molecolari che li caratterizzano.

MODULO PATOLOGIA GENERALE COMPARATA

• Lezioni frontali - 5 CFU (40 ore)

Le lezioni frontali sono dedicate alla presentazione e discussione dei principali contenuti teorici del corso. Gli argomenti saranno introdotti con il supporto di diapositive PowerPoint, rese disponibili prima della lezione tramite la piattaforma didattica indicata dal docente.

• Casi studio e lavori di gruppo

Durante il corso, al termine dei principali macroargomenti, saranno proposti lavori di gruppo e discussioni di casi studio. Tali attività avranno lo scopo di favorire l’acquisizione dei concetti teorici affrontati a lezione.

• Attività di ripasso e autovalutazione

Sono previste attività di ripasso e autovalutazione mediante quiz interattivi, anche attraverso strumenti digitali quali Kahoot o piattaforme analoghe. Queste attività sono finalizzate a consolidare progressivamente l’apprendimento e fornire feedback durante il corso.

MODULO FARMACOLOGIA E TOSSICOLOGIA VETERINARIA E COMPARATA

• Lezioni frontali - 3 CFU (24 ore)

Le lezioni frontali sono dedicate alla presentazione e discussione dei principali contenuti teorici del corso. Gli argomenti saranno introdotti con il supporto di diapositive PowerPoint, rese disponibili tramite la piattaforma didattica indicata dal docente.

• Laboratorio ed esercitazioni - 1 CFU (16 ore)

Le attività di laboratorio ed esercitazioni avranno lo scopo di favorire l'acquisizione e l'applicazione pratica dei concetti teorici affrontati a lezione.

• Attività di ripasso e autovalutazione

Sono previste attività di ripasso e autovalutazione mediante quiz interattivi, anche attraverso strumenti digitali quali Kahoot o piattaforme analoghe. Queste attività sono finalizzate a consolidare progressivamente l'apprendimento e fornire feedback durante il corso.

FREQUENZA

La frequenza è obbligatoria per almeno il 75% delle lezioni frontali e per il 100% delle attività di laboratorio.

MODULO PATOLOGIA GENERALE COMPARATA

La valutazione mira ad accertare il raggiungimento degli obiettivi formativi del modulo. Saranno valutate:

• la capacità di descrivere cause, meccanismi e conseguenze del danno cellulare e tissutale;
• la comprensione dei meccanismi dell’infiammazione, della risposta immunitaria, delle infezioni, delle neoplasie e delle patologie correlate agli alimenti;
• la capacità di collegare eziologia, patogenesi, lesione e conseguenza funzionale;
• saranno inoltre considerate la chiarezza espositiva e l’uso corretto della terminologia scientifica.

MODULO FARMACOLOGIA E TOSSICOLOGIA VETERINARIA E COMPARATA

La valutazione mira ad accertare il raggiungimento degli obiettivi formativi del modulo. Saranno valutate:

• la capacità di descrivere i principi fondamentali della tossicocinetica e della tossicodinamica, con riferimento ai fattori che influenzano la tossicità;
• la comprensione delle modalità di esposizione, assorbimento, distribuzione, biotrasformazione ed escrezione degli xenobiotici, nonché dei principali meccanismi d'azione delle sostanze tossiche;
• saranno inoltre considerate la chiarezza espositiva e l'uso corretto della terminologia scientifica.

MODULO PATOLOGIA GENERALE COMPARATA

Titolo: Pathologic Basis of Veterinary Disease, Autori: Zachary James F., Editore: Elsevier, Anno: 2017.

Titolo: Le basi patologiche delle malattie. Patologia generale, Autori: Robbins e Cotran, Editore: Elsevier, Anno: 2010.

Titolo: Le basi dell'immunologia, Autori: Abbas, Lichtman, Editore: Elsevier, Anno: 2006

MODULO FARMACOLOGIA E TOSSICOLOGIA VETERINARIA E COMPARATA

Titolo: Tossicologia veterinaria, Autori: Mengozzi, Soldani, Editore: Idelson-Gnocchi, Anno: 2010

Titolo: Farmacologia veterinaria, Autori: Carli S., Ormas P., Re G., Soldani G., Editore: Idelson-Gnocchi, Anno: 2009

In collaborazione con AIRCampus, si è deciso di organizzare anche per quest'anno accademico (2026/27) un corso di 8h intitolato “SCIENZA E COMUNICAZIONE: TRACCIA IL TUO FUTURO” (1 CFU) articolato su 3 moduli che verranno erogati in due pomeriggi: 1. Comunicare la scienza. Per conoscere il complesso mondo della comunicazione della scienza e della salute: significato, ruolo, dinamiche, obiettivi e sfide, attraverso l’esperienza di Fondazione AIRC. A cura di AIRC Factory. 2. Scienza e salute sui social network. Per capire la rilevanza dei social network nella divulgazione scientifica e le sfide per una comunicazione davvero efficace e accessibile a tutti. A cura del team Social di AIRC/di divulgatore AIRC. 3. Entrare nel mondo della ricerca. Per imparare come entrare nell’articolato mondo della ricerca, dalle application per i Master’s degree Programs, alla stesura di un CV, fino al grant writing. A cura della direzione scientifica di AIRC. I tre moduli tematici si distribuiranno sulle 8 ore totali e comprenderanno sia interventi frontali che interattivi. Agli studenti verrà chiesto di eseguire un project work a scelta tra le tematiche affrontate nel modulo 2 e 3 (Reel su tematica scientifica e/o scrittura CV, lettera motivazionale, colloquio per application per LM in sedi estere). In particolare, nel primo incontro verranno affrontati gli aspetti teorici e verranno assegnati i project work. Nel secondo incontro, invece, verranno discussi collegialmente i lavori presentati dagli studenti. Agli studenti che decideranno di frequentare questa attività formativa verrà riconosciuto e registrato nel libretto 1 CFU di “attività seminariale” che è da considerarsi un CFU soprannumerario rispetto ai CFU del Corso di Laurea.

Lo scopo del corso è quello di sviluppare competenze di problem solving e decision making per affrontare le questioni etiche legate al benessere animale nei vari amibti in generale e nello specifico nell’impiego degli animali per la ricerca, sia domestici sia selvatici. Gli studenti approfondiranno i concetti etici e gli strumenti utili per affrontare le questioni etiche legate al benessere animale, a livello sia teorico sia pratico. Un approfondimento specifico verrà dedicato al Principio delle Tre Erre e alla sua applicazione sia in laboratorio sia sul campo. Possono seguire il corso studenti provenienti da qualsiasi indirizzo di studio che possa prevedere la ricerca con gli animali da laboratorio o selvatici o che siano interessati all’etica del benessere animale nei vari ambiti. Attraverso l’applicazione dei metodi di problem solving, le simulazioni interattive e il lavoro di gruppo, il corso permette di: 1. sviluppare il ragionamento critico e comprendere la dimensione etica delle questioni legate alla cura e al benessere animale nella vita professionale 2. utilizzare le conoscenze e gli strumenti acquisiti per affrontare le questioni etiche nell’ambito della ricerca con gli animali da laboratorio o selvatici.

Il corso comprende: 1. Un’introduzione agli strumenti per il ragionamento critico in etica e alle teorie etiche in merito alla cura e al benessere degli animali 2.Un approfondimento degli aspetti etici in merito al benessere animale 3. Un’introduzione al Principio delle Tre Erre I principali contenuti dei vari moduli saranno: 1. Competenze etiche • La natura della discussion in etica • Strumenti per l’analisi etica • Identificazione e analisi delle situazioni eticamente rilevanti in merito al benessere e alla sperimentazione animale 2. Etica del benessere animale • Teorie etiche e valori morali sul trattamento e il benessere animale 3. Etica della ricerca con gli animali • Il principio delle Tre Erre e la costruzione dei protocolli sperimentali • I Comitati etici: funzionamento e processo di valutazione dei protocolli di ricerca

nessuno

Le attività di insegnamento saranno basate su: • Lezioni, seminari e discussioni da parte del docente • Discussione interattiva di casi studio e allenamento al problem solving • Simulazioni interattive con utilizzo di piattaforme e-learning dedicate • Lavoro di gruppo dedicato Il corso verrà erogato in modalità mista, in presenza e telematica, allo scopo di promuovere la partecipazione interdisciplinare, l'utilizzo di piattaforme online esterne e un'interazione traversale sui temi del corso, con 16 ore di lezioni in presenza e 32 ore di lezioni online in modalità sincrona Le metodologie di insegnamento prevederanno: - l'utilizzo di piattaforme online esterne - Lezioni frontali - Esercitazioni di gruppo - case study e apprendimento attivo (enquiry based learning e interazione partecipativa)

Verrà valutato se lo studente è in grado: 1. di comprendere le questioni etiche relative al benessere animale e alla ricerca con gli animali nella vita professionale 2 . di comprendere il Principio delle Tre Erre e le sue applicazioni 3. di utilizzare le conoscenze e gli strumenti acquisiti per affrontare le questioni etiche in merito al benessere e alla ricerca con gli animali a livello sia teorico sia pratico

• Titolo: Gli altri animali. Scienza ed etica di fronte al benessere animale, Autori: Bernard Rollin; Barbara de Mori, Luogo: --, Anno: 2019, Editore: Mimesis; country:ITA; place:Milano, Note: --.

Nel modulo di Bioinformatica, le conoscenze e abilità da acquisire sono le seguenti:

1 - conoscere i metodi di allineamento locale e globale ed i sistemi di calcolo dei punteggi basati su matrici; saper utilizzare in modo avanzato tali approcci, modificando i preset per reiterare ed affinare le analisi;

2 - conoscere e saper identificare, ma anche sviluppare, i differenti tipi di marcatori funzionali (in proteine e sequenze di DNA);

3 - conoscere i database strutturali e saper visualizzare e confrontare strutture proteiche; saper predire la struttura secondaria e 3D;

4 - conoscere i principali metodi di interpretazione di un draft genomico o di un trascrittoma, i problemi connessi a gene finding ed annotazione in procarioti ed eucarioti.

Al termine del corso, si acquisirà la capacità di integrare conoscenzze ed approcci di cui sopra per l'inferenza funzionale e lo "smart design" di esperimenti o in progetti di ingegnerizzazione biotecnologica.

Argomenti delle lezioni in aula:

Conoscenza ed uso avanzati dei metodi di allineamento di sequenze di DNA e proteine per allineamento globale e locale. Sistemi di punteggio. Matrici "dot plot", PAM e BLOSUM. BLAST: basi algoritmiche, applicazioni base e speciali. Tuning per modifica dei settings e reiterazione. Filtri e opzioni di output. L'allineamento multiplo per la definizione di consensus.

Marcatori in sequenze di proteine: espressioni regolari e profili. Regioni ripetute: rilevanza biologica di frequenza e distribuzione. Pattern scanning in proteine. PROSITE. Indici di precisione e richiamo. Ricerca di falsi negativi con PROSCAN.

Uso avanzato dei predittori di struttura secondaria e transizioni conformazionali. Database e schede di strutture: PDB. Confronto di strutture per sovrapposizione. RMSD. Ricerca per fold: l'esempio di DALI. Predizione della struttura 3D e principali metodi di costruzione di modelli. Pattern promotoriali nel DNA: identificazione di regioni regolative. Predizione di miRNA e miRNA target. Interpretazione di un draft genomico. EST clustering. ORF finding e gene finding in Procarioti ed Eucarioti. Annotazione dei genomi..

Esempi di articoli su ricerche biotecnologiche supportate dalla bioinformatica.

Le attività laboratoriali (divise in fasi di training e test) riguardano l'applicazione dei principali strumenti online per la ricerca di similarità (applicazioni di BLAST), di espressioni regolari e profili (ScanProsite, PROscan),per le analisi strutturali e la loro integrazione come strumenti analitici e predittivi e sono basate sia su esempi guida che sull’analisi di dati provenienti dal sequenziamento di campioni prodotti nelle fasi laboratoriali del modulo di Discipline Omiche.

Per la comprensione dei contenuti dell'insegnamento sono necessarie le conoscenze di base (fornite dagli insegnamenti di Genetica, Biochimica, Biologia Molecolare e Ingegneria genetica) riguardanti le strutture e funzioni di molecole rilevanti quali DNA, RNA e proteine, l’organizzazione e la regolazione trascrizionale e post-trascrizionale dei geni, il loro clonaggio ed espressione, la traduzione, maturazione ed organizzazione in domini e siti funzionali delle proteine.

Il corso integrato è erogato in modalità blended (B) e le attività online riguardano il modulo di Bioinformatica.

Tutte le lezioni sono svolte in presenza; le 8 esercitazioni di Bioinformatica (ciascuna da 4 ore accademiche) sono svolte seguendo due cicli in cui 3 telematiche sincrone (sessione Zoom) sono seguite da un'esercitazione in presenza (Aula PC).

Le esercitazioni (sia online che in presenza) sono svolte come team work; i gruppi lavorano online nelle sessioni secondarie di Zoom interagendo con il docente su un progetto che viene portato avanti come training seguendo guide online e poi elaborando due report di test che sono valutati.

Gli studenti acquisiscono le conoscenze e competenze specifiche sia attraverso la frequenza, le attività e l'interazione con il docente e la classe (lezioni ed esercitazioni), sia attraverso lo studio del materialedidattico.

Nella primo incontro con gli studenti, le modalità di svolgimento del corso e le risorse disponibili sono illustrate in dettaglio.

Le lezioni prevedono esempi, interazione costante durante il corso con domande e risposte, simulazioni applicative "problem solving"; le esercitazioni si svolgono con fasi di training seguite da fasi di test.

Gli studenti seguono guide disponibili nel Moodle dell’insegnamento e rispondono a domande stimolo per realizzare con i software bioinformatici disponibili in rete analisi di inferenza funzionale simulando progetti reali in contesto biotecnologico.

Il docente fornisce feedback sui report ed aggancia le attività problem solving agli argomenti di lezione, interagendo con gli studenti.

Sono previste attività di lavoro in gruppo, il confronto dei risultati, e una serie di "case studies" è suggerita dal docente e dagli studenti.

Le attività prevedono anche simulazioni pre-esame con domande, risposte ed esempi di valutazione delle risposte.

Oltre a rivolgersi al docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Le relazioni sulla parte pratica (modulo Bioinformatica) sono valutate per la capacità problem solving, la pertinenza e completezza delle risposte, la capacità di focalizzare ed inferire le informazioni rilevanti, di cogliere al volo indizi predittivi, presentare dati e analisi in modo rigoroso, recepire adeguatamente il feedback per la revisione. Un punteggio parziale viene assegnato sulla base di tali capacità a ciascuno dei due report realizzati, contribuendo a metà voto (del modulo).

La prova d’esame orale (modulo Bioinformatica) valuta le conoscenze teoriche sui metodi illustrati, nonché di potenziale e limiti degli stessi, ma anche la capacità argomentativa e le strategie problem-solving adottate di fronte ai casi studio prospettati.

Non sono adottati testi di riferimento (ma l'eventuale lettura di libri e articoli non è scoraggiata) perché, come riportato nella sezione "Eventuali indicazioni sui materiali di studio", il docente mette a disposizione degli studenti – tramite la piattaforma e-Learning (Moodle) - il materiale di studio.

Al termine del corso lo studente, oltre ad aver familiarizzato con alcune categorie microbiche d’interesse agro-alimentare e veterinario, sarà in grado di proporre strategie mirate al loro reperimento, selezione, tipizzazione e modificazione genetica in vista di possibili applicazioni nell’ambito delle filiere. Saprà inoltre applicare alcune metodiche di laboratorio utili per la diagnosi di alcuni microrganismi di interesse zoonosico.

1° CFU: I cicli biogeochimici ed il ruolo dei microrganismi. 2° CFU: Ricerca, isolamento e caratterizzazione di microrganismi per lo sviluppo di inoculanti microbici per l'agricoltura sostenibile. 3° CFU: Ricerca, isolamento e caratterizzazione di microrganismi per lo sviluppo di colture starter per le produzioni agro-alimentari. 4° CFU: Approcci biotecnologici per la conversione di scarti organici in prodotti a valore aggiunto quali biopolimeri, biocarburanti ed enzimi ricombinanti. 5° CFU: Ecologia dei patogeni nelle popolazioni animali e modalità di trasmissione e mantenimento in natura di microrganismi di interesse veterinario e per la sanità pubblica. 6° CFU (esercitazioni di laboratorio): Valutazione critica di metodiche microbiologiche classiche, molecolari, di epidemiologia molecolare e bioinformatica applicate alla diagnosi e studio di microrganismi di interesse veterinario. 7° CFU (esercitazioni di laboratorio): Risoluzione di case-study in laboratorio finalizzata alla diagnosi di infezioni causate da microrganismi di interesse veterinario.

Per poter seguire con profitto il corso è auspicabile che lo studente abbia acquisito le competenze e conoscenze che provengono dai corsi di base: matematica, fisica, chimica, biochimica, biologia molecolare ed ingegneria genetica, biotecnologie microbiche. Sono auspicabili anche la conoscenza buona della lingua inglese e la capacità di utilizzare Internet per la ricerca e gestione delle informazioni.

Il corso si svolge mediante lezioni frontali in aula nelle quali viene fatto uso di slide messe a disposizione degli studenti. Sono previste 32 ore di esercitazioni di laboratorio (2 CFU) per venire a contatto con gli aspetti biotecnologici di base della microbiologia. Verranno utilizzati ampiamente strumenti di didattica innovativa come: lavoro di gruppo (attività collaborative in cui gli studenti lavorano insieme per raggiungere un obiettivo comune, sviluppando competenze sociali e di cooperazione), problem solving (processo di identificazione, analisi e risoluzione di problemi, che stimola il pensiero critico e la creatività di studenti e studentesse), case study (analisi approfondita di una situazione simulata o evento reale, utilizzata per applicare conoscenze teoriche a scenari pratici agro-alimentari), Problem-based learning (ove l'apprendimento avviene attraverso l'analisi di un dato problema quale scenario di partenza per l'acquisizione di nuove conoscenze), Feedback (per ottenere informazioni circa il rendimento di studenti e studentesse durante il periodo di lezione, utili per migliorare l'apprendimento e le prestazioni). Verranno adottate, inoltre, tecnologie per la didattica (moodle, video in italiano ed inglese, quiz, video musicali). Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione della preparazione dello studente si basa sulla verifica del livello di comprensione degli argomenti trattati a lezione e sulla capacità di utilizzare le conoscenze acquisite di biotecnologie microbiche nel settore agro-alimentare e nella diagnostica di laboratorio applicata a microrganismi di interesse veterinario. I criteri di valutazione utilizzati per la verifica delle conoscenze e delle abilità acquistite sono: 1. completezza delle conoscenze 2. proprietà della terminologia tecnica utilizzata 3. capacità di collegare argomenti tra loro 4. capacità di sintesi 5. capacità di senso critico

Titolo: Brock- Biologia dei microrganismi, Autori: M.T.Madigan et al., Luogo: --, Anno: 2022, Editore: Pearson, Note: 16a edizione.

Titolo: Microbiologia agro ambientale, Autori: B. Biavati, C. Sorlini, Luogo: --, Anno: 2008, Editore: Ambrosiana, Note: Autori vari.

Titolo: Textbook of diagnostic microbiology., Autori: Mahon, C. R., Lehman, D. C., & Manuselis, G., Luogo: --, Anno: 2014, Editore: Elsevier Health Sciences, Note: --.

Titolo: Veterinary Infection Biology: Molecular Diagnostics and High-Throughput Strategies., Autori: Cunha, M. V., & Inácio, J. (Eds.), Luogo: --, Anno: 2015, Editore: Humana Press, Note: --.

Le conoscenze e le abilità da acquisire al termine dell'insegnamento di Bioetica e Biodiritto sono principalmente di quattro tipi: 1) nozioni di base su oggetto e metodi della bioetica e del biodiritto, con particolare attenzione alle norme biogiuridiche vigenti in materia di brevetti; 2) analisi terminologica e concettuale di casi bioetici relativi alle biotecnologie; 3) analisi di decisioni giudiziarie su casi che hanno fatto giurisprudenza e che permettano una conoscenza introduttiva circa le norme biogiuridiche nazionali e internazionali in materia di biotecnologie; 4) comparazione di norme biogiuridiche internazionali relative alle biotecnologie.

L'insegnamento si prefigge di approfondire i concetti fondamentali, i principi e i metodi di analisi della bioetica e del biodiritto, per come sono oggi impostate nel dibattito internazionale. Questi obiettivi generali sono affrontati attraverso la discussione critica di casi di studio durante la lezione - principalmente tratti da letteratura scientifica primaria recente - riguardanti in particolare la bioetica e le norme biogiuridiche concernenti le biotecnologie. Fra i temi principali trattati nel modulo di Bioetica: - che cos'è la bioetica in campo biotecnologico; - come si affronta un dibattito bioetico; - la bioetica nelle biotecnologie avanzate odierne (ad es., biologia di sintesi e gene editing); - i casi maggiormente dibattuti a livello internazionale in bioetica delle biotecnologie; - la bioetica delle biotecnologie nel dibattito pubblico: informazione, consenso scientifico, comunicazione, decisione. Fra i temi principali trattati nel modulo di Biodiritto: - i principi di base della regolamentazione in campo biotecnologico; - biodiritto e governance delle decisioni bioetiche; - che cos'è un brevetto; - comparazioni internazionali in materia di biodiritto dei brevetti, inquadrato nel contesto dei principi generali, nazionali e sovranazionali, del diritto dei brevetti; - i casi di biodiritto maggiormente dibattuti a livello internazionale; - norme biogiuridiche nazionali italiane vigenti, comparate con quelle europee ed internazionali, con cenni al biodiritto statunitense; - il contenuto delle norme biogiuridiche nazionali, europee ed internazionali, che regolano l’acquisto e la tutela dei diritti di proprietà intellettuale, sia nella forma del segreto industriale che in quella del brevetto, sulle invenzioni biotecnologiche; - alcune regole pratiche da seguire, nell’attività di ricerca finalizzata alla tutela della proprietà intellettuale dei risultati, in particolare la gestione della segretezza; - l’oggetto dei diritti di proprietà intellettuale: definizione e tipologia delle invenzioni biotecnologiche; - i requisiti per la tutela brevettuale delle invenzioni biotecnologiche; - le forme e le regole della tutela brevettuale delle invenzioni biotecnologiche; - il contenuto dei diritti di proprietà intellettuale sulle invenzioni biotecnologiche, e cenni al contratto di licenza; - l’estensione nello spazio della tutela brevettuale delle invenzioni biotecnologiche; - l’estensione nel tempo dei diritti di proprietà intellettuale sulle invenzioni biotecnologiche, e l’esaurimento.

I prerequisiti richiesti per poter sostenere l'esame dell'insegnamento di Bioetica e Biodiritto sono quelli previsti dal regolamento del Corso di laurea triennale in Biotecnologie. Se l'insegnamento viene mutuato per altri corsi di laurea fanno fede i rispettivi regolamenti. Per quanto riguarda il modulo di Bioetica, gli studenti devono possedere capacità argomentative e linguistiche tali da permettere loro di difendere una tesi in campo bioetico, oltre che di comprendere i contenuti di un dibattito scientifico e bioetico, partecipandovi attivamente durante la lezione. Per quanto attiene al modulo di Biodiritto, è richiesta la conoscenza di base della biologia molecolare nei suoi lineamenti fondamentali. Gli studenti devono inoltre possedere capacità argomentative e linguistiche di base tali da permettere loro di comprendere i canoni dell’interpretazione delle norme del biodiritto che si applicano nel settore dei brevetti biotecnologici.

Il corso è strutturato in lezioni frontali di due o tre ore ciascuna. Ogni lezione ha una sua fisionomia unitaria, trattando un argomento o un caso di discussione. La lezione del modulo di Bioetica prevede un'istruttoria iniziale del docente che introduce il tema o il caso nei suoi lineamenti di base e permette agli studenti di orientarsi. Il caso viene poi approfondito mostrando diverse angolazioni interpretative ed eventuali approcci o ipotesi alternative. Gli studenti sono chiamati a prendere posizione e a confrontarsi gli uni con gli altri, attraverso interventi liberi, dialoghi e domande al docente. Si crea in tal modo un contesto interattivo e partecipativo di apprendimento. Il docente modera la discussione e riporta gli interventi alla cornice pertinente del caso, introducendo di volta in volta concetti e termini della bioetica e della legislazione in materia di biotecnologie, non presentati quindi in astratto ma fatti emergere dal caso specifico di studio. Nella parte conclusiva della lezione il docente tira le fila del caso di studio e ne sintetizza il messaggio centrale. La lezione del modulo di Biodiritto prevede l’esposizione del testo delle norme di biodiritto oggetto della lezione, e la loro interpretazione, con una costante attenzione all’interpretazione corrente in dottrina e giurisprudenza (ove esistente). Il richiamo alla giurisprudenza permette di approfondire lo studio di ogni istituto biogiuridico riferendosi a casi concreti. L’esposizione di casi concreti permette di osservare l’interazione tra le norme applicabili, e di argomentare criticamente le soluzioni biogiuridiche esposte, evidenziando soluzioni ed impostazioni interpretative alternative. Durante la lezione gli studenti possono intervenire liberamente e sono sollecitati a farlo. Per ogni lezione il docente suggerisce letture di approfondimento, che possono essere testi classici della disciplina o articoli più specialistici. Nell'ultima lezione del modulo di Bioetica il docente propone un riepilogo di tutti i casi trattati, presenta agli studenti le bibliografie dei casi monografici e dà suggerimenti sulla scelta. Nelle lezioni del modulo di Biodiritto, gli studenti sono costantemente sollecitati a prendere posizione e a confrontarsi gli uni con gli altri, attraverso interventi liberi e domande al docente. Nell'ultima lezione del modulo di Biodiritto il docente propone un riepilogo di tutti i principi di biodiritto dei brevetti illustrati nel corso. Non sono previsti laboratori né esercitazioni specifiche. Ove possibile, il corso sarà arricchito dall'intervento di ospiti. La frequenza è obbligatoria, considerato il carattere fortemente interattivo delle lezioni. Il corso non prevede l'utilizzo di AI. Oltre a rivolgersi al/alla docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

I criteri di valutazione del livello di apprendimento ed elaborazione dei contenuti, per entrambi i moduli, sono: - abilità argomentativa; - precisione e competenza nel linguaggio adottato durante l'esposizione. Per il modulo di Bioetica saranno specificamente valutate: - la capacità di inquadramento del caso scelto nella cornice più generale della bioetica in campo biotecnologico; - la capacità di unire in modo competente e consapevole dati tecnici, storici e comparativi a livello internazionale nel caso scelto. Per il modulo di Biodiritto, saranno specificamente valutate: - la capacità di inquadramento dell’istituto biogiuridico oggetto del quesito, nella cornice della disciplina nazionale e, se applicabile, sovranazionale; - la capacità di individuare i problemi pratici dell’applicazione delle norme biogiuridiche. Quest’analisi si focalizza specialmente sulle norme relative alle procedure di brevettazione.

• Titolo: Per il modulo di Biodiritto: articoli e saggi selezionati di anno in anno sul biodiritto dei brevetti., Autori: --, Luogo: --, Anno: 0, Editore: --, Note: --.
• Titolo: Per il modulo di Bioetica: articoli e saggi selezionati di anno in anno su casi di frontiera in bioetica delle biotecnologie., Autori: --, Luogo: --, Anno: 0, Editore: --, Note: --.

Conoscenze:

-conoscenze di base sull' interazione radiazione elettromagnetica/materia

• conoscenze di base teoriche sulle principali tecniche spettroscopiche per lo studio e la caratterizzazione strutturale delle biomolecole
• conoscenze degli aspetti strumentali per l'acquisizione di spettri
• conoscenze su alcune tecniche microscopiche avanzate

Competenze:

Lo studente acquisirà le competenze e le conoscenze per applicare varie tecniche spettroscopiche per l’analisi qualitativa e quantitativa e per lo studio di sistemi in ambito delle scienze biotecnologiche.

Soft skills, Abilità comunicative:

Lo studente saprà esporre in modo chiaro un breve argomento scientifico utilizzando un linguaggio appropriato. Lo studente saprà redigere un breve report su attività svolte.

Verranno presentate dal punto di vista teorico alcune tecniche spettroscopiche utilizzate in ambito biotecnologico: Assorbimento UV/Vis, microscopia elettronica, spettroscopia e microscopia di emissione. Esperienze di laboratorio permetteranno di acquisire familiarità con la strumentazione. Verranno forniti esempi di applicazione in ambito biotecnologico.

Il corso si svolgerà su tre livelli per affrontare dal punto di vista teorico i principi di base, discutere le tecniche, affrontare in laboratorio alcune esperienze per confrontarsi direttamente con la pratica di fronte a casi e sarà articolato nel seguente modo:

• Elementi generali di spettroscopia: caratteristiche della radiazione elettromagnetica e della luce polarizzata, differenza fra spettroscopie ottiche e magnetiche, interazione radiazione-materia (assorbimento, emissione), probabilità di transizione e regole di selezione. Luce polarizzata. Fenomeni di interferenza. Lo scattering della luce ed esempi di tecniche che lo usano per indagini qualitative e quantitative. Ideazione di possibili esperimenti per la misura di alcune grandezze spettroscopiche.
• Struttura atomica della materia. Quantizzazione dell’energia. Orbitali atomici. Spin elettronico e nucleare. Orbitali molecolari. Stati di singoletto e di tripletto. Richiami ai gruppi funzionali e agli elementi strutturali caratteristici delle biomolecole.

-Spettroscopia di assorbimento infrarosso (IR): conoscenza delle basi teoriche della spettroscopia IR, modello dell'oscillatore armonico, stati vibrazionali, modi normali di vibrazione in molecole poliatomiche. Frequenze di gruppo per il riconoscimento dei composti chimici. Descrizione funzionamento dello spettrofotometro FT-IR.

• Spettroscopia di assorbimento nel visibile e ultravioletto (UV-VIS): transizioni tra stati elettronici, transizioni vibroniche, fattori di Franck-Condon, cromofori, interpretazione di spettri di assorbimento UV-VIS di biomolecole. Determinazioni quantitative di analiti. Assorbimento a doppio quanto. Descrizione del funzionamento dello spettrofotometro UV/vis.
• Spettroscopia di emissione di fluorescenza: emissione radiativa e destino degli stati eccitati, fluorofori e loro proprietà. Sonde fluorescenti in biomolecole. Stati tripletto. Fosforescenza. Uso della fluorescenza in microscopia.
• Aspetti strumentali nell’indagine spettroscopica: lo schema generale degli spettrofometri IR, UV/Vis. Il reticolo di diffrazione e l'interferometro di Michelson, la spettroscopia a Trasformata di Fourier. Microscopi a fluorescenza, confocali e microscopi con eccitazione a doppio quanto: descrizione delle strumentazioni.

-Microscopia elettronica TEM

Nella parte di laboratorio verranno proposte esperienze per verificare l’apprendimento proponendo la costruzione di uno strumento per la misura del potere ottico rotatorio di una sostanza chirale. Gli studenti si eserciteranno all’uso di spettrofotometri UV/vis e di fluorescenza e si affronteranno una esperienza in cui affronteranno una tematica concordata con il docente. In laboratorio si farà anche esperienza con microscopi a fluorescenza e possibilmente si visiteranno laboratori che usano microscopi confocali e TEM.

Lezioni frontali con proiezione di diapositive. Esercizi alla lavagna. Flipped Classroom con esercizi svolti dagli studenti. Esercitazioni di laboratorio. Ricerca bibliografica fatta dallo studente.

Uso dell’IA: non previsto né autorizzato nelle attività di laboratorio e nella preparazione della presentazione all’esame.

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione del raggiungimento della preparazione nell'ambito delle spettroscopie applicate alle biotecnologie verrà fatta sulla base della verifica delle conoscenza degli argomenti svolti a lezione (fondamenti sulla interazione radiazione/materia e conoscenza delle spettroscopie trattate a lezione) e sul raggiungimento di competenze per l'applicazione di tali metodologie in ambito biotecnologico.

Titolo: Elementi di chimica fisica, Autori: Atkins, P. W., Luogo: Bologna, Anno: 2018, Editore: Zanichelli, Note: --.

L’insegnamento è diviso in due moduli: Biotecnologie animali; Biotecnologie vegetali. I due moduli possono essere fruiti anche come corsi singoli, rispettivamente con i codici SC0000069 (Biotecnologie animali) e SCQ0093823 (Biotecnologie vegetali). A) Biotecnologie animali. La parte teorica del corso tratta la descrizione dei più comuni metodi di messa e mantenimento in vitro di cellule animali derivanti dai più comuni sistemi sperimentali (mammifero, zebrafish, Drosophila), dell’induzione controllata di processi ontogenetici, della manipolazione genetica di organismi animali, di alcune delle loro più rilevanti applicazioni e dei metodi attualmente disponibili per consentire la rilevazione a livello subcellulare di proteine reporter fluorescenti, ampiamente usate nella ricerca biomedica. La parte pratica ha lo scopo di far prendere confidenza agli studenti con alcuni protocolli di base per la coltura in vitro di cellule, tra cui le staminali, e tessuti animali, il loro differenziamento controllato, le prospettive del loro uso terapeutico, le possibilità di sviluppare biosensori vitali e animali transgenici utili nella ricerca di nuove vie molecolari di controllo, terapie farmacologiche o nella rivelazione di molecole tossiche in campioni ambientali. B) Biotecnologie vegetali. La parte teorica del corso tratta la descrizione dei più comuni metodi di messa e mantenimento in vitro di tessuti e cellule vegetali, dell’induzione controllata di processi ontogenetici, della manipolazione genetica delle piante (sia transgenesi che editing genomico), facendo particolare riferimento a organismi modello come carota, tabacco e arabidopsis. Verranno mostrati esempi di alcune delle più rilevanti applicazioni delle biotecnologie vegetali, dei metodi molecolari attualmente disponibili per consentire la rilevazione di piante geneticamente modificate o di loro derivati in prodotti alimentari e delle tendenze in atto per lo sviluppo di nuove tecnologie e prodotti. La parte pratica ha lo scopo di far prendere confidenza agli studenti con alcuni protocolli di base per la coltura in vitro di cellule e tessuti vegetali, il loro differenziamento controllato, la produzione di protoplasti, l'introduzione di DNA esogeno, l'estrazione da tessuti vegetali di metaboliti, acidi nucleici, e proteine, utilizzati per la rilevazione di geni di interesse e per saggi enzimatici, tra cui quelli di proteine reporter.

Biotecnologie applicate a cellule e organismi animali. Le colture cellulari e le loro applicazioni. Isolamento di cellule da un organismo. Tipi di colture: coltura primaria, linea finita e linea continua/trasformata. Condizioni ottimali per il mantenimento delle cellule in coltura (ambiente extracellulare, modalità di crescita). Caratteristiche essenziali di un laboratorio di colture cellulari. Sterilità e controllo di contaminazioni. Parametri per la caratterizzazione e il monitoraggio di cellule in coltura. Valutazione della vitalità e della proliferazione. Introduzione di DNA esogeno nelle cellule di mammifero: trasfezioni stabili e transienti, metodi di trasfezione. Senescenza cellulare: marker di senescenza e significato fisiologico. GFP e le sue principali applicazioni: localizzazione subcellulare di proteine, analisi delle interazioni proteina-proteina (FRET), analisi della dinamica delle proteine (FRAP), GFP fotoattivabili. Cellule staminali: origine delle cellule staminali, caratteristiche delle cellule staminali embrionali e adulte. Cellule staminali indotte. Mantenimento in coltura di cellule staminali e le loro prospettive/applicazioni in campo terapeutico. Modelli animali: Generazione di animali transgenici (e.g. topo, Zebrafish). Utilizzo di animali transgenici come sensori di vie cellulari. Metodiche di genetica diretta e inversa in modelli animali (ad esempio, ricombinazione omologa, ENU, CRISPR-Cas9). Tecniche di microscopia avanzate applicate a modelli animali (GFP e suoi derivati). Biotecnologie applicate a cellule e organismi vegetali. Le basi della coltura di cellule vegetali: mezzi di coltura, tecniche di coltura asettica e attrezzature indispensabili. Esempi di colture in vitro di tabacco, Arabidopsis, carota. Embriogenesi somatica: mantenimento di colture embriogeniche, induzione, sviluppo e maturazione dell’embrione in vari sistemi modello vegetali (carota e tabacco). I semi artificiali. Propagazione clonale. Isolamento, coltura e fusione di protoplasti. La conservazione del germoplasma: conservazione del polline, di specie propagate vegetativamente e di specie propagate per seme. Impatto sull’agricoltura mondiale delle biotecnologie vegetali e della produzione di piante geneticamente modificate. Trasformazione delle piante. Tecniche per la trasformazione delle piante (trasformazione mediata da PEG, elettroporazione, tecnica biolistica, mediata da Agrobacterium sp, mediata da virus). Vettori usati nella trasformazione genetica delle piante e loro ottimizzazione. Nuove tecniche di genome editing applicate a sitemi vegetali modello. Ruolo della transgenesi negli studi di genomica funzionale. Esempi di utilizzo di colture cellulari e piante transgeniche come bioreattori per la produzione di sostanze utili(farmaci, enzimi industriali, biocarburanti).

Per la fruizione ottimale dell'insegnamento, lo studente deve possedere conoscenze di genetica, biologia molecolare, morfologia, fisiologia e biochimica.

L'attività è organizzata in lezioni frontali (4+4 CFU) e di laboratorio (2+2 CFU). L'attività frontale prevede l'utilizzo di strumenti multimediali e lavori di discussione e confronto in piccoli gruppi, mentre quella di laboratorio l'utilizzo di strumenti disponibili presso un moderno laboratorio di biotecnologie animali e vegetali (cappe a flusso laminare per la manipolazione di tessuti e cellule in sterilità, incubatori di crescita, microscopi, sistemi di elettroforesi di biomolecole, termociclatori, centrifughe, ecc). L'attività di laboratorio sarà organizzata in gruppi. Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumentI

Lo studente sarà valutato sulla sua capacità di esporre in modo chiaro, conciso, critico e con la necessaria appropriatezza lessicale, gli argomenti in programma. L'impegno e i risultati della parte pratica peseranno per circa il 25% sul voto finale dell'esame. Lo studente dovrà completare le attività proposte in piattaforma Moodle con le tempistiche definite dal docente con l'intera classe.

• Titolo: Biologia cellulare e biotecnologie vegetaliGabriella PasquaS. Cozzolino ... [et al.], Autori: Pasqua, Gabriella; Cozzolino, Salvatore, Luogo: Padova, Anno: 2011, Editore: Piccin, Note: --.
• Titolo: Introduzione alle colture cellulari, Autori: Mariottini G.L., Capicchioni V., Luogo: --, Anno: 0, Editore: Tecniche nuove, Note: --.

L’insegnamento è diviso in due moduli: Biotecnologie animali; Biotecnologie vegetali. I due moduli possono essere fruiti anche come corsi singoli, rispettivamente con i codici SC0000069 (Biotecnologie animali) e SCQ0093823 (Biotecnologie vegetali). A) Biotecnologie animali. La parte teorica del corso tratta la descrizione dei più comuni metodi di messa e mantenimento in vitro di cellule animali derivanti dai più comuni sistemi sperimentali (mammifero, zebrafish, Drosophila), dell’induzione controllata di processi ontogenetici, della manipolazione genetica di organismi animali, di alcune delle loro più rilevanti applicazioni e dei metodi attualmente disponibili per consentire la rilevazione a livello subcellulare di proteine reporter fluorescenti, ampiamente usate nella ricerca biomedica. La parte pratica ha lo scopo di far prendere confidenza agli studenti con alcuni protocolli di base per la coltura in vitro di cellule, tra cui le staminali, e tessuti animali, il loro differenziamento controllato, le prospettive del loro uso terapeutico, le possibilità di sviluppare biosensori vitali e animali transgenici utili nella ricerca di nuove vie molecolari di controllo, terapie farmacologiche o nella rivelazione di molecole tossiche in campioni ambientali. B) Biotecnologie vegetali. La parte teorica del corso tratta la descrizione dei più comuni metodi di messa e mantenimento in vitro di tessuti e cellule vegetali, dell’induzione controllata di processi ontogenetici, della manipolazione genetica delle piante (sia transgenesi che editing genomico), facendo particolare riferimento a organismi modello come carota, tabacco e arabidopsis. Verranno mostrati esempi di alcune delle più rilevanti applicazioni delle biotecnologie vegetali, dei metodi molecolari attualmente disponibili per consentire la rilevazione di piante geneticamente modificate o di loro derivati in prodotti alimentari e delle tendenze in atto per lo sviluppo di nuove tecnologie e prodotti. La parte pratica ha lo scopo di far prendere confidenza agli studenti con alcuni protocolli di base per la coltura in vitro di cellule e tessuti vegetali, il loro differenziamento controllato, la produzione di protoplasti, l'introduzione di DNA esogeno, l'estrazione da tessuti vegetali di metaboliti, acidi nucleici, e proteine, utilizzati per la rilevazione di geni di interesse e per saggi enzimatici, tra cui quelli di proteine reporter.

Biotecnologie applicate a cellule e organismi animali. Le colture cellulari e le loro applicazioni. Isolamento di cellule da un organismo. Tipi di colture: coltura primaria, linea finita e linea continua/trasformata. Condizioni ottimali per il mantenimento delle cellule in coltura (ambiente extracellulare, modalità di crescita). Caratteristiche essenziali di un laboratorio di colture cellulari. Sterilità e controllo di contaminazioni. Parametri per la caratterizzazione e il monitoraggio di cellule in coltura. Valutazione della vitalità e della proliferazione. Introduzione di DNA esogeno nelle cellule di mammifero: trasfezioni stabili e transienti, metodi di trasfezione. Senescenza cellulare: marker di senescenza e significato fisiologico. GFP e le sue principali applicazioni: localizzazione subcellulare di proteine, analisi delle interazioni proteina-proteina (FRET), analisi della dinamica delle proteine (FRAP), GFP fotoattivabili. Cellule staminali: origine delle cellule staminali, caratteristiche delle cellule staminali embrionali e adulte. Cellule staminali indotte. Mantenimento in coltura di cellule staminali e le loro prospettive/applicazioni in campo terapeutico. Modelli animali: Generazione di animali transgenici (e.g. topo, Zebrafish). Utilizzo di animali transgenici come sensori di vie cellulari. Metodiche di genetica diretta e inversa in modelli animali (ad esempio, ricombinazione omologa, ENU, CRISPR-Cas9). Tecniche di microscopia avanzate applicate a modelli animali (GFP e suoi derivati). Biotecnologie applicate a cellule e organismi vegetali. Le basi della coltura di cellule vegetali: mezzi di coltura, tecniche di coltura asettica e attrezzature indispensabili. Esempi di colture in vitro di tabacco, Arabidopsis, carota. Embriogenesi somatica: mantenimento di colture embriogeniche, induzione, sviluppo e maturazione dell’embrione in vari sistemi modello vegetali (carota e tabacco). I semi artificiali. Propagazione clonale. Isolamento, coltura e fusione di protoplasti. La conservazione del germoplasma: conservazione del polline, di specie propagate vegetativamente e di specie propagate per seme. Impatto sull’agricoltura mondiale delle biotecnologie vegetali e della produzione di piante geneticamente modificate. Trasformazione delle piante. Tecniche per la trasformazione delle piante (trasformazione mediata da PEG, elettroporazione, tecnica biolistica, mediata da Agrobacterium sp, mediata da virus). Vettori usati nella trasformazione genetica delle piante e loro ottimizzazione. Nuove tecniche di genome editing applicate a sitemi vegetali modello. Ruolo della transgenesi negli studi di genomica funzionale. Esempi di utilizzo di colture cellulari e piante transgeniche come bioreattori per la produzione di sostanze utili(farmaci, enzimi industriali, biocarburanti).

Per la fruizione ottimale dell'insegnamento, lo studente deve possedere conoscenze di genetica, biologia molecolare, morfologia, fisiologia e biochimica.

L'attività è organizzata in lezioni frontali (4+4 CFU) e di laboratorio (2+2 CFU). L'attività frontale prevede l'utilizzo di strumenti multimediali e lavori di discussione e confronto in piccoli gruppi, mentre quella di laboratorio l'utilizzo di strumenti disponibili presso un moderno laboratorio di biotecnologie animali e vegetali (cappe a flusso laminare per la manipolazione di tessuti e cellule in sterilità, incubatori di crescita, microscopi, sistemi di elettroforesi di biomolecole, termociclatori, centrifughe, ecc). L'attività di laboratorio sarà organizzata in gruppi. Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumentI

Lo studente sarà valutato sulla sua capacità di esporre in modo chiaro, conciso, critico e con la necessaria appropriatezza lessicale, gli argomenti in programma. L'impegno e i risultati della parte pratica peseranno per circa il 25% sul voto finale dell'esame. Lo studente dovrà completare le attività proposte in piattaforma Moodle con le tempistiche definite dal docente con l'intera classe.

• Titolo: Biologia cellulare e biotecnologie vegetaliGabriella PasquaS. Cozzolino ... [et al.], Autori: Pasqua, Gabriella; Cozzolino, Salvatore, Luogo: Padova, Anno: 2011, Editore: Piccin, Note: --.
• Titolo: Introduzione alle colture cellulari, Autori: Mariottini G.L., Capicchioni V., Luogo: --, Anno: 0, Editore: Tecniche nuove, Note: --.

Al termine del corso le studentesse e gli studenti:

• avranno acquisito conoscenze in relazione alle biotecnologie applicate agli animali, la genetica di popolazione compresi i processi di differenziamento genetico e microevoluzione, l’organizzazione delle produzioni animali ed il miglioramento genetico animale, nonché la genetica molecolare e sue applicazioni al miglioramento genetico animale ed alla tracciabilità di specie, razza e individuale dei prodotti di origine animale;
• saranno in grado approcciarsi operativamente alle applicazioni della genomica nelle produzioni e valutazioni degli animali da reddito, alle possibilità di introdurre nuovi derivati biotecnologici nella diagnostica e vaccinazione degli animali da reddito e in prodotti lattiero-caseari.

Le studentesse e gli studenti acquisiscono le conoscenze sulle principali biotecnologiche del settore vegetale, con particolare riferimento alle specie coltivate di interesse per la produzione degli alimenti, ed i meccanismi genetici ed epigenetici che stanno alla loro base e/o limitano e ne favoriscono l' applicazione. Inoltre, impara a comprendere come le biotecnologie possano essere utili per le piante di interesse agro-alimentare per aumentarne la produttività e sostenibilità, nonché la qualità dei prodotti ottenibili mediante la coltivazione di varietà vegetali migliorate.

Genetica di popolazione (3 CFU)

Polimorfismi naturali, Genetica delle popolazioni, Frequenze alleliche e genotipiche, Equilibrio di Hardy-Weinberg, Forze evolutive, Processi di divergenza genetica e speciazione.

Biotecnologie nelle produzioni animali (5 CFU)

Le produzioni animali e i sistemi zootecnici, elementi di etnografia zootecnica, evoluzioni della genetica nell’ambito della zootecnia, genetica quantitativa e programmi di miglioramento genetico animale.

Genetica molecolare, marcatori molecolari, tracciabilità molecolare di razza e individuale, SNPs: identificazione ed utilizzo.

Applicazioni della genetica molecolare al miglioramento genetico animale: malattie genetiche, identificazione paternità, QTL e selezione genomica, landscape genetics.

Principi di allevamento di piante di interesse agrario per le produzioni alimentari (1CFU): popolazioni di piante autogame ed allogame. Dalla domesticazione al miglioramento genetico condotto su basi scientifiche. Cenni sulla conservazione delle risorse genetiche. Controllo genetico dei sistemi di riproduzione e fondamenti di genetica dello sviluppo (1CFU): genetica ed epigenetica dello sviluppo del seme e dello sviluppo post-embrionale. Meccanismi genetici ed epigenetici di interazione pianta/ambiente durante lo sviluppo post embrionale. Incompatibilità genetica; maschiosterilità; apomissia. Piante poliploidi. Vigore ibrido e depressione da inbreeding. 

Micropropagazione, colture cellulari, di tessuti ed organi vegetali (1CFU):

Rigenerazione per organogenesi ed embriogenesi somatica nelle piante di interesse agro-alimentare. Ottenimento di piante aploidi mediante colture di antere/microspore e di ovuli non fecondati e loro utilizzo nei programmi di selezione. Ottenimento di protoplasti da cellule vegetali e fusione somatica. Meccanismi genetici ed epigenetici alla base della variabilità somaclonale e suo utilizzo ai fini della selezione. 

Trasformazione genetica delle piante e nuove biotecnologie (2CFU): 

dalla produzione dei costrutti all’espressione di geni esogeni in pianta. Geni marker e geni reporter. Rimozione dei geni marker. Piante transgeniche di interesse agro-alimentare: obiettivi della trasformazione genetica ai fini del miglioramento genetico delle piante coltivate. Dalla scelta del gene esogeno alla produzione di varietà coltivate. Cenni di miglioramento genetico vegetale classico. Impatto ambientale delle colture transgeniche: effetti dell’introduzione nell’ambiente di piante transgeniche di prima e seconda generazione. Nuove tecnologie di genome editing: tecnologie di evoluzione assistita (TEA) con particolare riferimento all'uso delle biotecnologie sostenibili e di precisione nelle piante di interesse agro-alimentare.

Attività di laboratorio sulle nuove tecnologie di miglioramento genetico (1CFU): attività di laboratorio e applicazione di procedure biotecnologiche su piante di interesse agroalimentare.

Le conoscenze e competenze necessarie per seguire il corso con profitto sono quelle inerenti alla biologia generale e la genetica generale degli organismi eucarioti. Sono anche richieste conoscenza base dei meccanismi evolutivi.

E' richiesta una conoscenza di base dell'anatomia delle piante, biologia molecolare e della genetica.

Non esistono specifiche propedeuticità.

Il corso include lezioni frontali con diapositive PowerPoint, esercitazioni in Azienda Agraria dell’Università di Padova e di genetica con l’uso di Excel. Saranno previsti inoltre seminati tematici specifici su alcuni argomenti del corso.

Le attività didattiche saranno supportate dall’utilizzo di WOOCLAP.

È vietato l'uso di qualsiasi strumento di intelligenza artificiale per tutta la durata del corso.

L'insegnamento di biotecnologie vegetali è prevalente di natura teorica e costituito pertanto da lezioni in aula. E' prevista attività di gruppo per la discussione di materiali scientifici sulle biotecnologie delle piante di interesse agroalimentare. Le esercitazioni in laboratorio utilizzano piante di interesse agrario per l'esecuzione di esperimenti che prevedono applicazioni biotecnologiche basilari. 

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione si basa su tre aree chiave: conoscenza dei contenuti, competenze e comprensione dei contenuti e capacità di risolvere specifici problemi anche mediante collegamento dei diversi argomenti.

•Conoscenza dei contenuti

Si valuta la correttezza scientifica delle informazioni fornite, la padronanza dei concetti fondamentali e specifici relativi alle biotecnologie applicate agli animali, la genetica di popolazione compresi i processi di differenziamento genetico e microevoluzione, l’organizzazione delle produzioni animali ed il miglioramento genetico animale, nonché la genetica molecolare e sue applicazioni al miglioramento genetico animale ed alla tracciabilità di specie, razza e individuale dei prodotti di origine animale.

•Competenza e comprensione dei contenuti

Indica la capacità dello studente di applicare le conoscenze teoriche a contesti pratici e/o analitici, dimostrando comprensione critica e autonomia nell’elaborazione della risposta. Include la capacità di effettuare collegamenti tra diversi concetti (es. relazioni tra selezione artificiale e genetica di popolazione, tra genomica e tracciabilità).

Per queste due aree ogni domanda prevede almeno una risposta corretta tra le opzioni fornite. La valutazione si basa sul criterio di correttezza delle risposte selezionate (punti totali 20 con valutazione 0 per le risposte errate e punteggio 1 o 2, a seconda della domanda, in caso di risposte corrette).

•Capacità di risolvere specifici problemi

Lo studente sarà valutato sulla base della capacità di risolvere specifici problemi legati alla genetica di popolazione o calcolo di indici di selezione per potenziali candidati riproduttori.

La valutazione si basa sul criterio di correttezza delle risposte selezionate (punti totali 10 con valutazione 0 per risposte errate e punteggi crescenti sulla base del numero di valori esatti riportati).

Al fine di superare l'esame orale si richiede allo studente oltre alla conoscenza degli argomenti trattati sulle biotecnologie vegetali una buona conoscenza del linguaggio scientifico. Inoltre la/o studente dovrà acquisire una buona capacità di collegamento delle tematiche riguardanti le biotecnologie applicate alle piante di interesse agroalimentare ed in particolare delle problematiche relative all'impiego delle biotecnologie nel settore del miglioramento genetico vegetale. Sarà inoltre valutata la capacità di lavorare in gruppo e di risolvere problemi specifici durante l'attività teorica e pratica in laboratorio.

• Titolo: Biotecnologie e Genomica delle piante, Autori: Rao-Leone et al.,, Luogo: --, Anno:2014, Editore: Idelson-Gnocchi, Note: --.
• Titolo: Biotecnologie. Principi e applicazioni dell'ingegneria genetica, Autori: Poli G., Luogo: Torino, Anno: 1997, Editore: UTET, Note: --.
• Titolo: Evoluzione. Modelli e processi, Autori: M. Ferraguti, C. Castellacci, Luogo: --, Anno:2011, Editore: Pearson, Note: ISBN 9788871926247.
• Titolo: Fondamenti di zootecnica, Autori: Bittante G., Andrighetto I, Ramanzin M., Luogo: --, Anno: 2007, Editore: Liviana, Note: --.
• Titolo: Genetica e genomica – Vol. III Genomica e Biotecnologie genetiche, Autori:Barcaccia G. e Falcinelli M., Luogo: Napoli., Anno: 2005, Editore: Liguori Editore, Note: --.
• Titolo: Tecniche di produzione animale., Autori: Bittante G., Andrighetto I, Ramanzin M., Luogo: --, Anno: 2005, Editore: Liviana, Note: --.

Al termine del corso le studentesse e gli studenti:

• avranno acquisito conoscenze in relazione alle biotecnologie applicate agli animali, la genetica di popolazione compresi i processi di differenziamento genetico e microevoluzione, l’organizzazione delle produzioni animali ed il miglioramento genetico animale, nonché la genetica molecolare e sue applicazioni al miglioramento genetico animale ed alla tracciabilità di specie, razza e individuale dei prodotti di origine animale;
• saranno in grado approcciarsi operativamente alle applicazioni della genomica nelle produzioni e valutazioni degli animali da reddito, alle possibilità di introdurre nuovi derivati biotecnologici nella diagnostica e vaccinazione degli animali da reddito e in prodotti lattiero-caseari.

Le studentesse e gli studenti acquisiscono le conoscenze sulle principali biotecnologiche del settore vegetale, con particolare riferimento alle specie coltivate di interesse per la produzione degli alimenti, ed i meccanismi genetici ed epigenetici che stanno alla loro base e/o limitano e ne favoriscono l' applicazione. Inoltre, impara a comprendere come le biotecnologie possano essere utili per le piante di interesse agro-alimentare per aumentarne la produttività e sostenibilità, nonché la qualità dei prodotti ottenibili mediante la coltivazione di varietà vegetali migliorate.

Genetica di popolazione (3 CFU)

Polimorfismi naturali, Genetica delle popolazioni, Frequenze alleliche e genotipiche, Equilibrio di Hardy-Weinberg, Forze evolutive, Processi di divergenza genetica e speciazione.

Biotecnologie nelle produzioni animali (5 CFU)

Le produzioni animali e i sistemi zootecnici, elementi di etnografia zootecnica, evoluzioni della genetica nell’ambito della zootecnia, genetica quantitativa e programmi di miglioramento genetico animale.

Genetica molecolare, marcatori molecolari, tracciabilità molecolare di razza e individuale, SNPs: identificazione ed utilizzo.

Applicazioni della genetica molecolare al miglioramento genetico animale: malattie genetiche, identificazione paternità, QTL e selezione genomica, landscape genetics.

Principi di allevamento di piante di interesse agrario per le produzioni alimentari (1CFU): popolazioni di piante autogame ed allogame. Dalla domesticazione al miglioramento genetico condotto su basi scientifiche. Cenni sulla conservazione delle risorse genetiche. Controllo genetico dei sistemi di riproduzione e fondamenti di genetica dello sviluppo (1CFU): genetica ed epigenetica dello sviluppo del seme e dello sviluppo post-embrionale. Meccanismi genetici ed epigenetici di interazione pianta/ambiente durante lo sviluppo post embrionale. Incompatibilità genetica; maschiosterilità; apomissia. Piante poliploidi. Vigore ibrido e depressione da inbreeding. 

Micropropagazione, colture cellulari, di tessuti ed organi vegetali (1CFU):

Rigenerazione per organogenesi ed embriogenesi somatica nelle piante di interesse agro-alimentare. Ottenimento di piante aploidi mediante colture di antere/microspore e di ovuli non fecondati e loro utilizzo nei programmi di selezione. Ottenimento di protoplasti da cellule vegetali e fusione somatica. Meccanismi genetici ed epigenetici alla base della variabilità somaclonale e suo utilizzo ai fini della selezione. 

Trasformazione genetica delle piante e nuove biotecnologie (2CFU): 

dalla produzione dei costrutti all’espressione di geni esogeni in pianta. Geni marker e geni reporter. Rimozione dei geni marker. Piante transgeniche di interesse agro-alimentare: obiettivi della trasformazione genetica ai fini del miglioramento genetico delle piante coltivate. Dalla scelta del gene esogeno alla produzione di varietà coltivate. Cenni di miglioramento genetico vegetale classico. Impatto ambientale delle colture transgeniche: effetti dell’introduzione nell’ambiente di piante transgeniche di prima e seconda generazione. Nuove tecnologie di genome editing: tecnologie di evoluzione assistita (TEA) con particolare riferimento all'uso delle biotecnologie sostenibili e di precisione nelle piante di interesse agro-alimentare.

Attività di laboratorio sulle nuove tecnologie di miglioramento genetico (1CFU): attività di laboratorio e applicazione di procedure biotecnologiche su piante di interesse agroalimentare.

Le conoscenze e competenze necessarie per seguire il corso con profitto sono quelle inerenti alla biologia generale e la genetica generale degli organismi eucarioti. Sono anche richieste conoscenza base dei meccanismi evolutivi.

E' richiesta una conoscenza di base dell'anatomia delle piante, biologia molecolare e della genetica.

Non esistono specifiche propedeuticità.

Il corso include lezioni frontali con diapositive PowerPoint, esercitazioni in Azienda Agraria dell’Università di Padova e di genetica con l’uso di Excel. Saranno previsti inoltre seminati tematici specifici su alcuni argomenti del corso.

Le attività didattiche saranno supportate dall’utilizzo di WOOCLAP.

È vietato l'uso di qualsiasi strumento di intelligenza artificiale per tutta la durata del corso.

L'insegnamento di biotecnologie vegetali è prevalente di natura teorica e costituito pertanto da lezioni in aula. E' prevista attività di gruppo per la discussione di materiali scientifici sulle biotecnologie delle piante di interesse agroalimentare. Le esercitazioni in laboratorio utilizzano piante di interesse agrario per l'esecuzione di esperimenti che prevedono applicazioni biotecnologiche basilari. 

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione si basa su tre aree chiave: conoscenza dei contenuti, competenze e comprensione dei contenuti e capacità di risolvere specifici problemi anche mediante collegamento dei diversi argomenti.

•Conoscenza dei contenuti

Si valuta la correttezza scientifica delle informazioni fornite, la padronanza dei concetti fondamentali e specifici relativi alle biotecnologie applicate agli animali, la genetica di popolazione compresi i processi di differenziamento genetico e microevoluzione, l’organizzazione delle produzioni animali ed il miglioramento genetico animale, nonché la genetica molecolare e sue applicazioni al miglioramento genetico animale ed alla tracciabilità di specie, razza e individuale dei prodotti di origine animale.

•Competenza e comprensione dei contenuti

Indica la capacità dello studente di applicare le conoscenze teoriche a contesti pratici e/o analitici, dimostrando comprensione critica e autonomia nell’elaborazione della risposta. Include la capacità di effettuare collegamenti tra diversi concetti (es. relazioni tra selezione artificiale e genetica di popolazione, tra genomica e tracciabilità).

Per queste due aree ogni domanda prevede almeno una risposta corretta tra le opzioni fornite. La valutazione si basa sul criterio di correttezza delle risposte selezionate (punti totali 20 con valutazione 0 per le risposte errate e punteggio 1 o 2, a seconda della domanda, in caso di risposte corrette).

•Capacità di risolvere specifici problemi

Lo studente sarà valutato sulla base della capacità di risolvere specifici problemi legati alla genetica di popolazione o calcolo di indici di selezione per potenziali candidati riproduttori.

La valutazione si basa sul criterio di correttezza delle risposte selezionate (punti totali 10 con valutazione 0 per risposte errate e punteggi crescenti sulla base del numero di valori esatti riportati).

Al fine di superare l'esame orale si richiede allo studente oltre alla conoscenza degli argomenti trattati sulle biotecnologie vegetali una buona conoscenza del linguaggio scientifico. Inoltre la/o studente dovrà acquisire una buona capacità di collegamento delle tematiche riguardanti le biotecnologie applicate alle piante di interesse agroalimentare ed in particolare delle problematiche relative all'impiego delle biotecnologie nel settore del miglioramento genetico vegetale. Sarà inoltre valutata la capacità di lavorare in gruppo e di risolvere problemi specifici durante l'attività teorica e pratica in laboratorio.

• Titolo: Biotecnologie e Genomica delle piante, Autori: Rao-Leone et al.,, Luogo: --, Anno:2014, Editore: Idelson-Gnocchi, Note: --.
• Titolo: Biotecnologie. Principi e applicazioni dell'ingegneria genetica, Autori: Poli G., Luogo: Torino, Anno: 1997, Editore: UTET, Note: --.
• Titolo: Evoluzione. Modelli e processi, Autori: M. Ferraguti, C. Castellacci, Luogo: --, Anno:2011, Editore: Pearson, Note: ISBN 9788871926247.
• Titolo: Fondamenti di zootecnica, Autori: Bittante G., Andrighetto I, Ramanzin M., Luogo: --, Anno: 2007, Editore: Liviana, Note: --.
• Titolo: Genetica e genomica – Vol. III Genomica e Biotecnologie genetiche, Autori:Barcaccia G. e Falcinelli M., Luogo: Napoli., Anno: 2005, Editore: Liguori Editore, Note: --.
• Titolo: Tecniche di produzione animale., Autori: Bittante G., Andrighetto I, Ramanzin M., Luogo: --, Anno: 2005, Editore: Liviana, Note: --.

Al termine del corso le studentesse e gli studenti:

• avranno acquisito conoscenze in relazione alle biotecnologie applicate agli animali, la genetica di popolazione compresi i processi di differenziamento genetico e microevoluzione, l’organizzazione delle produzioni animali ed il miglioramento genetico animale, nonché la genetica molecolare e sue applicazioni al miglioramento genetico animale ed alla tracciabilità di specie, razza e individuale dei prodotti di origine animale;
• saranno in grado approcciarsi operativamente alle applicazioni della genomica nelle produzioni e valutazioni degli animali da reddito, alle possibilità di introdurre nuovi derivati biotecnologici nella diagnostica e vaccinazione degli animali da reddito e in prodotti lattiero-caseari.

Le studentesse e gli studenti acquisiscono le conoscenze sulle principali biotecnologiche del settore vegetale, con particolare riferimento alle specie coltivate di interesse per la produzione degli alimenti, ed i meccanismi genetici ed epigenetici che stanno alla loro base e/o limitano e ne favoriscono l' applicazione. Inoltre, impara a comprendere come le biotecnologie possano essere utili per le piante di interesse agro-alimentare per aumentarne la produttività e sostenibilità, nonché la qualità dei prodotti ottenibili mediante la coltivazione di varietà vegetali migliorate.

Genetica di popolazione (3 CFU)

Polimorfismi naturali, Genetica delle popolazioni, Frequenze alleliche e genotipiche, Equilibrio di Hardy-Weinberg, Forze evolutive, Processi di divergenza genetica e speciazione.

Biotecnologie nelle produzioni animali (5 CFU)

Le produzioni animali e i sistemi zootecnici, elementi di etnografia zootecnica, evoluzioni della genetica nell’ambito della zootecnia, genetica quantitativa e programmi di miglioramento genetico animale.

Genetica molecolare, marcatori molecolari, tracciabilità molecolare di razza e individuale, SNPs: identificazione ed utilizzo.

Applicazioni della genetica molecolare al miglioramento genetico animale: malattie genetiche, identificazione paternità, QTL e selezione genomica, landscape genetics.

Principi di allevamento di piante di interesse agrario per le produzioni alimentari (1CFU): popolazioni di piante autogame ed allogame. Dalla domesticazione al miglioramento genetico condotto su basi scientifiche. Cenni sulla conservazione delle risorse genetiche. Controllo genetico dei sistemi di riproduzione e fondamenti di genetica dello sviluppo (1CFU): genetica ed epigenetica dello sviluppo del seme e dello sviluppo post-embrionale. Meccanismi genetici ed epigenetici di interazione pianta/ambiente durante lo sviluppo post embrionale. Incompatibilità genetica; maschiosterilità; apomissia. Piante poliploidi. Vigore ibrido e depressione da inbreeding. 

Micropropagazione, colture cellulari, di tessuti ed organi vegetali (1CFU):

Rigenerazione per organogenesi ed embriogenesi somatica nelle piante di interesse agro-alimentare. Ottenimento di piante aploidi mediante colture di antere/microspore e di ovuli non fecondati e loro utilizzo nei programmi di selezione. Ottenimento di protoplasti da cellule vegetali e fusione somatica. Meccanismi genetici ed epigenetici alla base della variabilità somaclonale e suo utilizzo ai fini della selezione. 

Trasformazione genetica delle piante e nuove biotecnologie (2CFU): 

dalla produzione dei costrutti all’espressione di geni esogeni in pianta. Geni marker e geni reporter. Rimozione dei geni marker. Piante transgeniche di interesse agro-alimentare: obiettivi della trasformazione genetica ai fini del miglioramento genetico delle piante coltivate. Dalla scelta del gene esogeno alla produzione di varietà coltivate. Cenni di miglioramento genetico vegetale classico. Impatto ambientale delle colture transgeniche: effetti dell’introduzione nell’ambiente di piante transgeniche di prima e seconda generazione. Nuove tecnologie di genome editing: tecnologie di evoluzione assistita (TEA) con particolare riferimento all'uso delle biotecnologie sostenibili e di precisione nelle piante di interesse agro-alimentare.

Attività di laboratorio sulle nuove tecnologie di miglioramento genetico (1CFU): attività di laboratorio e applicazione di procedure biotecnologiche su piante di interesse agroalimentare.

Le conoscenze e competenze necessarie per seguire il corso con profitto sono quelle inerenti alla biologia generale e la genetica generale degli organismi eucarioti. Sono anche richieste conoscenza base dei meccanismi evolutivi.

E' richiesta una conoscenza di base dell'anatomia delle piante, biologia molecolare e della genetica.

Non esistono specifiche propedeuticità.

Il corso include lezioni frontali con diapositive PowerPoint, esercitazioni in Azienda Agraria dell’Università di Padova e di genetica con l’uso di Excel. Saranno previsti inoltre seminati tematici specifici su alcuni argomenti del corso.

Le attività didattiche saranno supportate dall’utilizzo di WOOCLAP.

È vietato l'uso di qualsiasi strumento di intelligenza artificiale per tutta la durata del corso.

L'insegnamento di biotecnologie vegetali è prevalente di natura teorica e costituito pertanto da lezioni in aula. E' prevista attività di gruppo per la discussione di materiali scientifici sulle biotecnologie delle piante di interesse agroalimentare. Le esercitazioni in laboratorio utilizzano piante di interesse agrario per l'esecuzione di esperimenti che prevedono applicazioni biotecnologiche basilari. 

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione si basa su tre aree chiave: conoscenza dei contenuti, competenze e comprensione dei contenuti e capacità di risolvere specifici problemi anche mediante collegamento dei diversi argomenti.

•Conoscenza dei contenuti

Si valuta la correttezza scientifica delle informazioni fornite, la padronanza dei concetti fondamentali e specifici relativi alle biotecnologie applicate agli animali, la genetica di popolazione compresi i processi di differenziamento genetico e microevoluzione, l’organizzazione delle produzioni animali ed il miglioramento genetico animale, nonché la genetica molecolare e sue applicazioni al miglioramento genetico animale ed alla tracciabilità di specie, razza e individuale dei prodotti di origine animale.

•Competenza e comprensione dei contenuti

Indica la capacità dello studente di applicare le conoscenze teoriche a contesti pratici e/o analitici, dimostrando comprensione critica e autonomia nell’elaborazione della risposta. Include la capacità di effettuare collegamenti tra diversi concetti (es. relazioni tra selezione artificiale e genetica di popolazione, tra genomica e tracciabilità).

Per queste due aree ogni domanda prevede almeno una risposta corretta tra le opzioni fornite. La valutazione si basa sul criterio di correttezza delle risposte selezionate (punti totali 20 con valutazione 0 per le risposte errate e punteggio 1 o 2, a seconda della domanda, in caso di risposte corrette).

•Capacità di risolvere specifici problemi

Lo studente sarà valutato sulla base della capacità di risolvere specifici problemi legati alla genetica di popolazione o calcolo di indici di selezione per potenziali candidati riproduttori.

La valutazione si basa sul criterio di correttezza delle risposte selezionate (punti totali 10 con valutazione 0 per risposte errate e punteggi crescenti sulla base del numero di valori esatti riportati).

Al fine di superare l'esame orale si richiede allo studente oltre alla conoscenza degli argomenti trattati sulle biotecnologie vegetali una buona conoscenza del linguaggio scientifico. Inoltre la/o studente dovrà acquisire una buona capacità di collegamento delle tematiche riguardanti le biotecnologie applicate alle piante di interesse agroalimentare ed in particolare delle problematiche relative all'impiego delle biotecnologie nel settore del miglioramento genetico vegetale. Sarà inoltre valutata la capacità di lavorare in gruppo e di risolvere problemi specifici durante l'attività teorica e pratica in laboratorio.

• Titolo: Biotecnologie e Genomica delle piante, Autori: Rao-Leone et al.,, Luogo: --, Anno:2014, Editore: Idelson-Gnocchi, Note: --.
• Titolo: Biotecnologie. Principi e applicazioni dell'ingegneria genetica, Autori: Poli G., Luogo: Torino, Anno: 1997, Editore: UTET, Note: --.
• Titolo: Evoluzione. Modelli e processi, Autori: M. Ferraguti, C. Castellacci, Luogo: --, Anno:2011, Editore: Pearson, Note: ISBN 9788871926247.
• Titolo: Fondamenti di zootecnica, Autori: Bittante G., Andrighetto I, Ramanzin M., Luogo: --, Anno: 2007, Editore: Liviana, Note: --.
• Titolo: Genetica e genomica – Vol. III Genomica e Biotecnologie genetiche, Autori:Barcaccia G. e Falcinelli M., Luogo: Napoli., Anno: 2005, Editore: Liguori Editore, Note: --.
• Titolo: Tecniche di produzione animale., Autori: Bittante G., Andrighetto I, Ramanzin M., Luogo: --, Anno: 2005, Editore: Liviana, Note: --.

L’insegnamento è diviso in due moduli: Biotecnologie animali; Biotecnologie vegetali. I due moduli possono essere fruiti anche come corsi singoli, rispettivamente con i codici SC0000069 (Biotecnologie animali) e SCQ0093823 (Biotecnologie vegetali). A) Biotecnologie animali. La parte teorica del corso tratta la descrizione dei più comuni metodi di messa e mantenimento in vitro di cellule animali derivanti dai più comuni sistemi sperimentali (mammifero, zebrafish, Drosophila), dell’induzione controllata di processi ontogenetici, della manipolazione genetica di organismi animali, di alcune delle loro più rilevanti applicazioni e dei metodi attualmente disponibili per consentire la rilevazione a livello subcellulare di proteine reporter fluorescenti, ampiamente usate nella ricerca biomedica. La parte pratica ha lo scopo di far prendere confidenza agli studenti con alcuni protocolli di base per la coltura in vitro di cellule, tra cui le staminali, e tessuti animali, il loro differenziamento controllato, le prospettive del loro uso terapeutico, le possibilità di sviluppare biosensori vitali e animali transgenici utili nella ricerca di nuove vie molecolari di controllo, terapie farmacologiche o nella rivelazione di molecole tossiche in campioni ambientali. B) Biotecnologie vegetali. La parte teorica del corso tratta la descrizione dei più comuni metodi di messa e mantenimento in vitro di tessuti e cellule vegetali, dell’induzione controllata di processi ontogenetici, della manipolazione genetica delle piante (sia transgenesi che editing genomico), facendo particolare riferimento a organismi modello come carota, tabacco e arabidopsis. Verranno mostrati esempi di alcune delle più rilevanti applicazioni delle biotecnologie vegetali, dei metodi molecolari attualmente disponibili per consentire la rilevazione di piante geneticamente modificate o di loro derivati in prodotti alimentari e delle tendenze in atto per lo sviluppo di nuove tecnologie e prodotti. La parte pratica ha lo scopo di far prendere confidenza agli studenti con alcuni protocolli di base per la coltura in vitro di cellule e tessuti vegetali, il loro differenziamento controllato, la produzione di protoplasti, l'introduzione di DNA esogeno, l'estrazione da tessuti vegetali di metaboliti, acidi nucleici, e proteine, utilizzati per la rilevazione di geni di interesse e per saggi enzimatici, tra cui quelli di proteine reporter.

Biotecnologie applicate a cellule e organismi animali. Le colture cellulari e le loro applicazioni. Isolamento di cellule da un organismo. Tipi di colture: coltura primaria, linea finita e linea continua/trasformata. Condizioni ottimali per il mantenimento delle cellule in coltura (ambiente extracellulare, modalità di crescita). Caratteristiche essenziali di un laboratorio di colture cellulari. Sterilità e controllo di contaminazioni. Parametri per la caratterizzazione e il monitoraggio di cellule in coltura. Valutazione della vitalità e della proliferazione. Introduzione di DNA esogeno nelle cellule di mammifero: trasfezioni stabili e transienti, metodi di trasfezione. Senescenza cellulare: marker di senescenza e significato fisiologico. GFP e le sue principali applicazioni: localizzazione subcellulare di proteine, analisi delle interazioni proteina-proteina (FRET), analisi della dinamica delle proteine (FRAP), GFP fotoattivabili. Cellule staminali: origine delle cellule staminali, caratteristiche delle cellule staminali embrionali e adulte. Cellule staminali indotte. Mantenimento in coltura di cellule staminali e le loro prospettive/applicazioni in campo terapeutico. Modelli animali: Generazione di animali transgenici (e.g. topo, Zebrafish). Utilizzo di animali transgenici come sensori di vie cellulari. Metodiche di genetica diretta e inversa in modelli animali (ad esempio, ricombinazione omologa, ENU, CRISPR-Cas9). Tecniche di microscopia avanzate applicate a modelli animali (GFP e suoi derivati). Biotecnologie applicate a cellule e organismi vegetali. Le basi della coltura di cellule vegetali: mezzi di coltura, tecniche di coltura asettica e attrezzature indispensabili. Esempi di colture in vitro di tabacco, Arabidopsis, carota. Embriogenesi somatica: mantenimento di colture embriogeniche, induzione, sviluppo e maturazione dell’embrione in vari sistemi modello vegetali (carota e tabacco). I semi artificiali. Propagazione clonale. Isolamento, coltura e fusione di protoplasti. La conservazione del germoplasma: conservazione del polline, di specie propagate vegetativamente e di specie propagate per seme. Impatto sull’agricoltura mondiale delle biotecnologie vegetali e della produzione di piante geneticamente modificate. Trasformazione delle piante. Tecniche per la trasformazione delle piante (trasformazione mediata da PEG, elettroporazione, tecnica biolistica, mediata da Agrobacterium sp, mediata da virus). Vettori usati nella trasformazione genetica delle piante e loro ottimizzazione. Nuove tecniche di genome editing applicate a sitemi vegetali modello. Ruolo della transgenesi negli studi di genomica funzionale. Esempi di utilizzo di colture cellulari e piante transgeniche come bioreattori per la produzione di sostanze utili(farmaci, enzimi industriali, biocarburanti).

Per la fruizione ottimale dell'insegnamento, lo studente deve possedere conoscenze di genetica, biologia molecolare, morfologia, fisiologia e biochimica.

L'attività è organizzata in lezioni frontali (4+4 CFU) e di laboratorio (2+2 CFU). L'attività frontale prevede l'utilizzo di strumenti multimediali e lavori di discussione e confronto in piccoli gruppi, mentre quella di laboratorio l'utilizzo di strumenti disponibili presso un moderno laboratorio di biotecnologie animali e vegetali (cappe a flusso laminare per la manipolazione di tessuti e cellule in sterilità, incubatori di crescita, microscopi, sistemi di elettroforesi di biomolecole, termociclatori, centrifughe, ecc). L'attività di laboratorio sarà organizzata in gruppi. Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumentI

Lo studente sarà valutato sulla sua capacità di esporre in modo chiaro, conciso, critico e con la necessaria appropriatezza lessicale, gli argomenti in programma. L'impegno e i risultati della parte pratica peseranno per circa il 25% sul voto finale dell'esame. Lo studente dovrà completare le attività proposte in piattaforma Moodle con le tempistiche definite dal docente con l'intera classe.

• Titolo: Biologia cellulare e biotecnologie vegetaliGabriella PasquaS. Cozzolino ... [et al.], Autori: Pasqua, Gabriella; Cozzolino, Salvatore, Luogo: Padova, Anno: 2011, Editore: Piccin, Note: --.
• Titolo: Introduzione alle colture cellulari, Autori: Mariottini G.L., Capicchioni V., Luogo: --, Anno: 0, Editore: Tecniche nuove, Note: --.

Il corso si propone di fornire agli studenti i mezzi per l’interpretazione degli spettri ottenuti dalle principali tecniche di indagine di struttura molecolare: spettrometria di massa (MS) applicata allo studio di piccole molecole organiche, sostanze naturali e proteine; spettroscopia IR per molecole organiche, sostanze naturali e cenni su IR di proteine; spettroscopia di risonanza magnetica nucleare (NMR) applicata allo studio di piccole molecole organiche e sostanze naturali.

Lezioni in aula: Richiami di chimica organica: gruppi funzionali e nomenclatura, effetti induttivi e di risonanza. Principi generali sulle tecniche di indagine di chimica strutturale. Spettrometria di Massa (MS). Metodi di ionizzazione: impatto elettronico, ionizzazione chimica, MALDI, ESI. Metodi di separazione degli ioni: analizzatore magnetico, analizzatore quadrupolare e a tempo di volo. Picco molecolare, picchi isotopici, picco base. Spettrometria di MS per lo studio di proteine: Peptide Fingerprinting; Peptide Sequence Tag. Spettroscopia Infrarossa (IR): risonanze dei principali gruppi funzionali della chimica organica. Composti carbonilici. Cenni di IR di proteine. Spettroscopia di Risonanza Magnetica Nucleare (NMR). Lo spostamento chimico e la costante di schermo. Fattori che influenzano il chemical shift: struttura elettronica e presenza di elettroni π. Regole di additività. La costante di accoppiamento J. Molteplicità del segnale. Accoppiamento geminale, vicinale e "long range". Accoppiamenti orto, meta e para in composti aromatici. Fattori che influenzano la costante di accoppiamento. Spostamento chimico e accoppiamento di protoni legati all'ossigeno, all'azoto e allo zolfo. Equivalenza chimica e magnetica. Protoni enantiotopici e diastereotopici. Spettri di primo e di secondo ordine. NMR dinamico. Esercitazioni in aula: Problemi ed esercizi sulla interpretazione di spettri MS, IR e NMR di composti organici a struttura incognita. Laboratorio: Preparazione del campione per l’analisi e acquisizione di spettri di campioni incogniti da identificare tramite spettri MS, IR e NMR. Estrazione di sostanze naturali e loro identificazione.

Conoscenza della Chimica Organica e della Chimica Fisica.

Lezioni in aula; esercitazioni in aula di interpretazioni spettri; esercitazioni di laboratorio di spettroscopia IR, NMR e spettrometria MS.

Lo studente deve dimostrare di aver acquisito la capacità di interpretare spettri e di saper dedurre la corretta struttura molecolare corrispondente.

Alla fine del Corso lo studente dovrà essere in grado di:

• Comprendere i principi fondamentali che regolano l'interazione dei farmaci con l'organismo, sia dal punto di vista farmacodinamico (meccanismo d'azione) che farmacocinetico (assorbimento, distribuzione, biotrasformazione ed escrezione)
• Conoscere i principali meccanismi di tossicità da farmaci, comprese le modalità di insorgenza delle reazioni avverse
• Conoscere i principi di funzionamento del sistema di farmacovigilanza
• Conoscere gli elementi fondamentali di farmacogenetica e farmacogenomica e comprenderne il ruolo nella variabilità della risposta individuale ai farmaci

Lo studente deve possedere buona conoscenza di Fisiologia Umana, Biochimica e Genetica.

La valutazione della preparazione dello studente si baserà su: - comprensione degli argomenti svolti a lezione, - padronanza dei principi di farmacodinamica e farmacocinetica e capacità di applicarli in maniera critica e trasversale, - conoscenza dei principali meccanismi di tossicità da farmaci e del sistema di farmacovigilanza, - conoscenza degli elementi fondamentali di farmacogenetica e farmacogenomica, - possesso di un linguaggio scientifico appropriato. Questi diversi aspetti della preparazione dello studente saranno valutati attraverso l'esame scritto, composto da domande aperte, vero/falso e a scelta multipla, oppure, in casi particolari, attraverso l'esame orale.

• Titolo: Farmacologia Generale, Autori: M. Collino, C. Cicala, A. Ialenti 1° Edizione, Luogo: Milano, Anno: 2023, Editore: UTET Università, Note: 1° Edizione.
• Titolo: Farmacologia generale e molecolare il meccanismo d'azione dei farmaci, Autori: Clementi, Francesco, Luogo: Milano, Anno: 2018, Editore: Edra, Note: --.
• Titolo: Farmacologia Rang & Dale, Autori: Rang, H. P., Luogo: Milano, Anno: 2016, Editore: Edra Masson, Note: --.
• Titolo: Principles of Pharmacogenetics and Pharmacogenomics, Authors: Russ B. Altman, David Flockhart, David B. Goldstein (Eds.), Place: --, Year: 2012, Publisher: Cambridge University Press, Notes: --

GENETICA MOLECOLARE:

In questo corso, lo studente:

-acquisirá una comprensione approfondita dei meccanismi molecolari alla base delle malattie genetiche.

-imparerá le principali tecniche diagnostiche utilizzate per studiare queste patologie.

-imparerà le metodiche utilizzate per l’interpretazione delle varianti.

-parteciperá a lezioni teoriche seguite da esercitazioni pratiche e seminari sperimentali.

-avrá l'opportunità di analizzare e interpretare esempi reali di indagini genetiche.

-scoprirá le nuove metodologie diagnostiche applicate alla genetica umana.

-svilupperá competenze pratiche nel campo della genetica molecolare umana.

Questo corso fornirà agli studenti una solida base teorica e pratica, essenziale per comprendere e lavorare nel campo della genetica molecolare applicata alle malattie umane.

GENOMICA FUNZIONALE:

La genomica funzionale riveste una particolare importanza nell’era post-genomica. Anziché una descrizione generale e teorica dei vari campi di studio e applicazione della genomica funzionale, per questo corso si è scelto un percorso didattico sperimentale focalizzato ad uno dei più rilevanti e moderni settori di applicazioni biotecnologiche: l’utilizzo di animali modello per lo studio della funzione dei geni in condizioni normali e patologiche. Il corso si articola in due parti distinte. Nella prima parte lo studente imparerà i principi e gli ambiti applicativi della transgenesi in biomedicina, trattando in dettaglio argomenti quali: le cellule staminali embrionali nella ricerca e nella terapia, l’inattivazione genica mirata (“gene knockout”), la mutagenesi su grande scala nel topo con “gene trapping”, l’RNA interference, il genome editing. Durante la seconda parte del corso acquisirà in modo dettagliato le diverse tecnologie per la produzione di topi transgenici, anche con l’uso di filmati, ed infine verranno presentati in dettaglio alcuni esempi di dell’uso di animali come modello di malattie umane. Conoscerà specie diverse che possono presentare caratteristiche anatomiche e/o genomiche più adatte all’ambito di interesse di un progetto di ricerca. Questo approccio ampio permetterà di sviluppare un atteggiamento analitico e critico alla scelta del modello.

Entrambe le parti del corso proporranno una didattica esperienziale e partecipativa: gli studenti e le studentesse saranno coinvolti attivamente durante le lezioni. Per questo motivo è importante la frequenza e il contributo che ogni studente e studentessa può offrire al gruppo.

Inoltre verrà proposto un project work in cui gli studenti e studentesse saranno suddivisi in gruppi a ciascun gruppo sarà assegnata una patologia genetica, della quale non verrà indicato il gene coinvolto. Utilizzando le nozioni apprese durante i due moduli, i gruppi dovranno produrre una presentazione indicando le caratteristiche della patologia e con quale approccio sperimentale svilupperebbero un progetto di ricerca con l’utilizzo di un modello animale per indagare la patogenesi della malattia. Alla fine del corso, saranno invitati a presentare il progetto collegialmente alla classe, per allenare le capacità comunicative in ambito scientifico.

GENETICA MOLECOLARE

Aspetti generali:

• Organizzazione del genoma umano.
• Classificazione delle mutazioni.

Malattie Mendeliane:

• Basi molecolari di dominanza e recessività.
• Penetranza ed espressività.
• Malattie semidominanti ed Eredità digenica.

Malattie non Mendeliane:

• Genetica mitocondriale: Eredità materna, eteroplasmia, effetto soglia, random drift. Geni nucleari che controllano la biogenesi della catena respiratoria.
• Malattie da espansione di triplette: fenomeno dell’anticipazione, basi molecolari delle forme principali (X-fragile, m. di Huntington, Distrofia Miotonica).
• Malattie da imprinting genomico. Disomia uniparentale e sue implicazioni. Basi molecolari della Sdr.Prader Willi e Sdr. Angelman.

Anomalie cromosomiche:

• Classificazione delle anomalie cromosomiche.
• Basi molecolari dei riarrangiamenti cromosomi.

Predisposizione ereditaria ai tumori.

Genetica di popolazione, legge di Hardy Weinberg

Malattie multifattoriali.

Tecniche molecolari per la diagnosi in genetica medica:

• I test genetici: classificazione

-Tecniche per la ricerca e la validazione di mutazione.

• Tecniche di sequenziamento per lo studio di mutazioni di piccole dimensioni (Sanger e Next Generation Sequencing)
• Tecniche per analisi di delezioni/duplicazioni esoniche/multiesoniche
• Esame cromosomico, FISH, Array-CGH, SNP-Array.
• Metodi per validare le mutazioni: analisi in silico, sistemi di espressione in vitro, minigeni ibridi, studi funzionali in organismi modello.

Argomenti di approfondimento:

• Stima del rischio genetico
• Mosaicismo: problematiche, implicazioni fenotipiche, esempi di patologie in mosaico.
• Diagnosi prenatale.

Esercitazioni in aula informatica:

• Utilizzo di database e software in silico in genetica molecolare umana
• Analisi citogenetica molecolare: interpretazione di dati di CGH-array.
• Analisi di sequenza: analisi di dati di sequenziamento ottenuti con sequenziamento SANGER e NGS, interpretazione delle varianti.

GENOMICA FUNZIONALE

• Genomica funzionale definizione. Organismi modello in biomedicina. Modelli alternativi.
• Transgenesi in topo. Caratteristiche del topo (genoma, ciclo vitale, sviluppo embrionale, ceppi). Modalità e principali campi di applicazione della transgenesi. Utilizzo ed applicazioni mediante microiniezione del DNA in ovociti. Mutagenesi in topo: mutagenesi mirata o casuale, caratteristiche, applicabilità su grande scala o piccola scala.
• Le cellule ES. Sviluppo embrionale precoce del topo. Cell lineages e derivazione delle cellule ES: differenziamento in vitro; corpi embrioidi. Campi di applicazioni.
• “Gene targeting”: l’inattivazione genica mirata per lo studio della funzione genica in vivo. Applicazioni. Tipi di costrutti. Preparazione dei costrutti, marcatori selezionabili, selezione positiva-negativa. Tecniche di produzione di topi da cellule ES; topi chimera. Fattori importanti per un efficiente utilizzo di cellule ES modificate geneticamente. Topi knockout. Interpretazione del fenotipo: dipendenza dal background genetico;“assenza di fenotipo”, ridondanza genetica e meccanismi compensatori; fenotipi letali. Applicazioni dei sistemi di ricombinazione sito-specifica. Il sistema Cre/lox. Gene targeting condizionale: knockout tessuto-specifico e inducibile. Knock-in e introduzione di mutazioni fini con Cre/lox. Ingegneria cromosomica con Cre/lox.
• “Genome editing” e i nuovi metodi per l’ingegneria genomica. ZFN, TALEN, CRISPR/Cas. Potenzialità e versatilità del genome editing con CRISPR/Cas9. “Base editing” e “Prime editing”
• Seminari sperimentali: i) Topi knockout come modello di malattie ereditarie umane; ii) D. rerio; iii) D.melanogaster; iv) G. gallus; v) Ascidie; vi) cellule iPSCs; vii) embrioni di topo artificiali
• Esercitazioni:
• il modello zebrafish: caratteristiche, applicazioni, mutagenesi, analisi fenotipiche, importanza per lo studio delle patologie genetiche umane
• utilizzo di software freeware per progettare un esperimento di CRISPR-Cas9 volto a inserire una mutazione malattia nel modello zebrafish: selezione del gRNA, scelta del ssDNA per homologous driven recombination

1) Conoscenze di Biologia Cellulare, Istologia, Biologia Molecolare e tecniche di base per l’analisi di acidi nucleici e proteine

2) Avere frequentato e superato con successo la maggioranza degli esami del primo anno del Corso di Laurea, così come indicato nel regolamento del Corso di Laurea in Biotecnologie.

• Lezioni teoriche in aula, basate su presentazioni al computer con videoproiezione.
• Seminari sperimentali interattivi
• Esercitazioni in aula informatica relative ad analisi di sequenza, utilizzo di strumenti bioinformatici, indagini citogenetico-molecolari.
• Esercitazione per utilizzo di software per applicazioni della tecnica CRISPR-Cas9
• Attività di gruppo: gli studenti saranno suddivisi in piccoli gruppi, a ciascuno verrà assegnata una patologia monogenica. Ogni gruppo dovrà produrre una presentazione in cui indicherà: il gene; i difetti genici più comuni e le tecniche molecolari per identificarli; il rischio di ricorrenza per i familiari; un'ipotesi di progetto per produrre un modello animale adeguato per lo studio della patologia; procedure di analisi del fenotipo per verificare la sovrapposizione alle caratteristiche della patologia umana. Tale attività consentirà agli studenti di integrare le diverse conoscenze acquisite di genetica molecolare e genomica funzionale, in modo da applicarle allo studio dei diversi aspetti di una patologia monogenica. L’attività sarà oggetto di valutazione da parte dei docenti e dei compagni.

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Per le domande a risposta multipla, nessuna penalizzazione è prevista in caso di risposta errata.

A ciascuna domanda aperta verrà attribuito un punteggio specifico, valutando la chiarezza e la completezza delle risposte fornite. Verranno inoltre valutate le abilità di esposizione degli argomenti trattati a lezione, con particolare attenzione all’uso di terminologie, definizioni e concetti esatti. Gli studenti saranno valutati sulle conoscenze acquisite su tutti gli argomenti trattati nel programma e sulla loro capacità di fornire riflessioni personali nonché il proprio giudizio critico in supporto alle risposte fornite durante l’esame.

Il voto finale sarà la media matematica dei voti ricevuti nelle prove separate. A tale voto verrà sommato un punteggio da 0 a 2 punti che terrà conto dell’attività di gruppo. Lo stesso punteggio sarà assegnato a tutti i componenti del gruppo.

Titolo: Genetica & genomica nelle scienze mediche

Autori: Strachan,Tom; Anneke Lucassen, Luogo:Bologna, Anno:2024, Editore:Zanichelli, Note:Seconda Edizione

Titolo: Genetica umana e medica

Autori:Neri,Giovanni; Genuardi,Maurizio, Luogo:Milano, Anno:2024, Editore: Edra, Note: --.

Titolo: Human molecular genetics

Autori: Strachan,Tom; Read,Andrew P., Luogo: New York, Anno: 2011, Editore: Garland Science,

Il corso si propone di fornire gli elementi necessari alla comprensione dei principi fondamentali dell’Immunologia, del ruolo del sistema immunitario nella protezione dell’organismo dalle infezioni, dei meccanismi cellulari e molecolari della immunità innata ed acquisita.

Argomenti trattati durante le lezioni frontali: 1. Cellule e tessuti del sistema immunitario (0,5 CFU) 2. Immunità innata ed infiammazione (0,5 CFU) 3. I recettori dell'immunità (struttura e funzioni): PRR, BCR e TCR (0,5 CFU) 4. Il passaggio dall’immunità innata all’immunità adattativa: le cellule APC e la presentazione dell'antigene ai linfociti T (1CFU) 5. Sviluppo e maturazione dei linfociti B e T, selezione positiva e negativa l’attivazione dei linfociti T e meccanismi di tolleranza al self. (1 CFU) 6. Le diverse classi di linfociti T. I linfociti Th1, Th2 e citotossici e l’immunità cellulo-mediata (1 CFU) 7. L’immunità umorale, attivazione dei linfociti B e memoria immunologica (1 CFU) 8. Le reazioni da ipersensibilità di I tipo, II tipo, III tipo e IV tipo (0,5 CFU) Verranno proposti lavori di gruppo su argomenti di approfondimento,

Conoscenze di biologia cellulare, genetica e microbiologia.

Il corso verrà erogato mediante lezioni frontali. Non sono previsti laboratori. I contenuti sono presentati in ppt con l'ausilio di immagini e schemi. Verranno utilizzati anche dei video a supporto dell'argomento trattato. L'insegnamento è interattivo con il coinvolgimento degli studenti mediante domande, per promuovere la discussione e la riflessione critica in aula; il corso prevede l'uso di piattaforme interattive quali wooclap. Sarà richiesto lo svolgimento di lavori di gruppo su argomenti di approfondimento. Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumentI

I criteri con cui verrà effettuata la verifica delle conoscenze e abilità acquisite sono: 1- comprensione degli argomenti trattati 2- capacità critica di collegamento delle conoscenze acquisite 3- completezza delle conoscenze acquisite 4- capacità di sintesi 5- proprietà della terminologia utilizzata

• Titolo: Immunobiologia di Janeway, Autori: Janeway, Charles; Locati, Massimo; Travers, Paul; Weaver, Casey T.; Berg, Leslie; Chaplin, David; Walport, Mark; Mowat, Allan; Murphy, Kenneth; Mainiero, Fabrizio; Janeway,Charles, Luogo: Padova, Anno: 2019, Editore: Piccin, Note: --.
• Titolo: Immunologia cellulare e molecolare, Autori: Abbas, Abul K.; Lichtman, Andrew H.; Pillai, Shiv; Annunziato, Francesco; Sozzani, Silvano; Baker, David L.; Baker, Alexandra; Abbas,Abul K., Luogo: Milano, Anno: 2018, Editore: Edra, Note: --.

Il corso prevede l’acquisizione delle seguenti conoscenze e abilità: 1. Conoscenza e comprensione: Questo corso è progettato per fornire agli studenti una solida conoscenza dei principi fondamentali dell’immunologia, con un’enfasi particolare sulle loro applicazioni in ambito farmacologico e biotecnologico. Al termine del corso gli studenti avranno acquisito: Conoscenze sulle componenti cellulari e molecolari del sistema immunitario, i meccanismi della risposta immunitaria innata e adattativa, i processi di riconoscimento dell’antigene, la generazione della diversità anticorpale, la tolleranza immunologica, e le basi immunologiche della vaccinazione. Implicazioni farmacologiche della modulazione immunitaria, capacità di valutare criticamente come i pathway immunologici vengano modulati da agenti farmcaologici. 2. Capacità di applicare conoscenza e comprensione: Lo studente sarà in grado di applicare le conoscenze acquisite per interpretare dati immunologici e valutare il razionale immunologico alla base di sviluppi biotecnologici, farmacologici e vaccinali. 3. Autonomia di giudizio: Lo studente svilupperà la capacità di valutare criticamente le informazioni scientifiche relative all’immunologia. Saranno inoltre fornite le basi per comprendere nuovi approcci tecnologici utilizzati per la comprensione e l’applicazione di farmaci biologici. 4. Abilità comunicative: Nel contesto dell’interazione tra studenti e docenti durante le lezioni, verrà stimolata la capacità degli studenti di esporre in modo chiaro, coerente e scientificamente corretto argomenti immunologici complessi. 5. Capacità di apprendimento: Lo studente svilupperà le competenze necessarie per l’apprendimento autonomo e continuo delle tematiche immunologiche.

Il corso si svolge nel secondo semestre e prevede un totale di 48 ore frontali. IL SISTEMA IMMUNITARIO - Caratteristiche generali. Concetti di antigene, epitopo, immunogeno. - Cellule e organi linfoidi - La ricircolazione linfocitaria - Le citochine L’IMMUNITA’ INNATA - Molecole della risposta immunitaria innata: - Barriere dell’immunità innata - Pattern recognition receptor: TLR, NLR, RLR, recettori solubili - DAMPs & PAMPs - Componenti umorali - Il sistema del complemento - Risposta infiammatoria e antivirale GLI ANTICORPI - Struttura e funzione degli anticorpi - Anticorpi policlonali e monoclonali - Metodi di sviluppo di anticorpi monoclonali e gli anticorpi monoclonali come farmaci IL COMPLESSO MAGGIORE DI ISTOCOMPATIBILITA’ (MHC) E LE CELLULE CHE PRESENTANO L’ANTIGENE (APC) - Organizzazione dei geni - Struttura delle molecole MHC - Processazione e presentazione dell’antigene in classe I e in classe II - Restrizione per MHC MOLECOLE CON FUNZIONE RECETTORIALE: IL RECETTORE PER L’ANTIGENE DEI LINFOCITI T e B (TCR e BCR) - Struttura - Ontogenesi e generazione della diversità del repertorio linfocitario T e B LINFOCITI T: RICONOSCIMENTO DELL’ANTIGENE E ATTIVAZIONE LINFOCITARIA - Attivazione linfocitaria - Segnali di attivazione delle cellule T - Bilanciamento dei segnali di attivazione e di controllo della risposta T - Funzioni effettrici del linfociti T (Th1, Th2, TFH, Th17, CTL) - Checkpoint e cellule T regolatorie, declino delle risposte T LINFOCITI B: RICONOSCIMENTO DELL’ANTIGENE E ATTIVAZIONE LINFOCITARIA - Attivazione B e produzione di anticorpi - Cooperazione T-B - Reazione del centro germinativo: maturazione dell’affinità e scambio isotipico - Funzioni effettrici degli anticorpi - Organizzazione, funzionamento e regolazione FASE EFFETTRICE DELLA RISPOSTA IMMUNITARIA - Le Risposte umorali - Le Risposte cellulo-mediate TOLLERANZA IMMUNOLOGICA - Tolleranza centrale - Tolleranza periferica I VACCINI E PRINCIPI DI VACCINOTERAPIA

Lo studente deve aver acquisito conoscenze di base di biochimica, fisiologia, di biologia cellulare e molecolare.

La frequenza è come da regolamento obbligatoria. L'insegnamento prevede lezioni frontali, supportate da ausili visivi, come diapositive e materiali video, e sono condotte in un formato interattivo, volto a favorire il coinvolgimento degli studenti, incoraggiare domande e stimolare la discussione. Inoltre, verranno offerte delle esercitazioni finalizzate a familiarizzare gli studenti con la struttura e la logica dell’esame finale. Gli studenti svolgeranno esercizi con domande a scelta multipla simili a quelle d’esame, anche attraverso strumenti interattivi come la piattaforma Wooclap. Gli esercizi verranno corretti e discussi collettivamente, promuovendo la partecipazione attiva, l’apprendimento tra pari e una comprensione più approfondita degli argomenti complessi, grazie al feedback guidato dal docente. Saranno inoltre suggeriti articoli scientifici di approfondimento Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione finale del corso di Immunologia Farmaceutica si basa principalmente su un esame scritto, volto a verificare la comprensione da parte dello studente dei concetti chiave, dei meccanismi e delle applicazioni trattati durante il corso.

Durante il corso verranno proposte attività didattiche a piccoli gruppi. La partecipazione e i risultati di tali attività potranno contribuire alla definizione del voto finale fino a un massimo di 2 punti.

L’uso di strumenti di intelligenza artificiale generativa è consentito come supporto allo studio e all’approfondimento individuale; se ne incoraggia un utilizzo critico e consapevole.

• Immunologia cellulare e molecolare, Abul K. Abbas, Andrew H. Lichtman, Shiv Pillai, 10ª edizione italiana, Edra, 2022, ISBN 9788821455735. 
• Cellular and Molecular Immunology, Abul K. Abbas, Andrew H. Lichtman, Shiv Pillai, Sarah Henrickson, 11th edition, Elsevier, 2025, ISBN 9780443283581.
• Janeway. Immunobiologia, Kenneth Murphy, Casey Weaver, 9ª edizione italiana, Piccin, 2019, ISBN 9788829930203. 
• Janeway’s Immunobiology, Kenneth Murphy, Casey Weaver, 10th edition, W. W. Norton & Company, 2022, ISBN 9780393884913.
• Roitt – Immunologia, Ivan Roitt, Peter Delves, 10ª edizione italiana, Antonio Delfino Editore, ISBN 9788872872925.

• Concetti di base in Immunologia - Introduzione all’immunobiologia e all’immunità innata: Le prime linee di difesa, il sistema del complemento - Le risposte indotte dell’immunità innata, la fagocitosi, i recettori dell’immunità innata - L’infiammazione ACUTA - La risposta immunitaria acquisita: la presentazione dell'antigene, il priming delle cellula T, il differenziamento delle cellule T, lo sviluppo dei linfociti T/B, la risposta umorale - Il riconoscimento dell’antigene: BCR, TCR, genetica e polimorfismo MHC, Lo sviluppo del repertorio recettoriale adattativo - I vaccini - Accenni a patologie del sistema immunitario e risposta alle neoplasie: car-t

La didattica si svolgerà attraverso lezioni frontali integrate da attività pratiche e interattive. Saranno proposte discussioni guidate e lavori di gruppo basati su casi clinici simulati (case study), insieme a momenti di quiz interattivi tramite piattaforme digitali (Moodle, Wooclap). Il corso prevede anche momenti di apprendimento basato su problemi (problem-based learning), con l’obiettivo di stimolare l’elaborazione critica e autonoma dei contenuti. Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

• Titolo: Immunobiologia di Janeway, Autori: Janeway,Charles, Luogo: Padova, Editore: Piccin, Note: --.

La scienza del genoma è lo studio della struttura, del contenuto e dell’evoluzione dei genomi. Oggi, la scienza dei genomi, o “Genomica”, non è più limitata alla determinazione delle sequenze di DNA, ma si estende anche all’analisi dell’espressione e delle funzioni dei geni (Trascrittomica) e delle proteine (Proteomica). L’obiettivo principale di questo insegnamento è mostrare come vi possa essere una diversa visione della biologia se la prospettiva è spostata dai singoli geni all’intero genoma. Tale insegnamento fornisce delle basi fondamentali per la comprensione degli argomenti che verranno affrontati nei corsi avanzati di "Genomica" nelle Lauree Magistrali.

GENOMICA (18 ore, 2.25 CFU): - Definizione di Genomica. A che cosa serve sequenziare un genoma? - Le librerie di DNA genomico: digestione parziale, ridondanza dell’informazione, relazione tra frequenza e probabilità, i vettori di clonaggio ad alta capacità (Cosmidi, YAC, BAC). Il titolo di una libreria e l’analisi dei cloni ricombinanti. - Mappatura FISICA di un genoma. Risoluzione di alcuni esercizi relativi alla mappatura mediante mappe di restrizione. - Strategie di sequenziamento di un Genoma: a) Approccio SHOTGUN: Costruzione di una libreria genomica. Il significato e l’importanza della copertura del genoma. Sequenziamento paired-end. Come si colmano le lacune e i buchi fisici? Vantaggi e svantaggi di un approccio shotgun. b) Approccio CLONE by CLONE: Costruzione di una libreria primaria. Selezione del minimal tiling path (Chromosome walking, Fingerprinting dei cloni). Costruzione libreria genomica secondaria (BAC shotgun). Assemblaggio della sequenza genomica END sequencing). - Descrizione delle fasi caratterizzanti il progetto Genoma Umano. - Descrizione delle tecniche di sequenziamento di DNA: a) Metodo di Sanger. b) Next generation sequencing (NGS): 454 Roche, Illumina, Nanoball sequencing, Helicos, Pacific Biosciences, Ion Torrent, Proton Torrent e Oxoford Nanopore. TRASCRITTOMICA (18 ore, 2.25 CFU): - Introduzione all’espressione genica: descrizione degli RNA contenuti in una cellula (RNA codificanti e non codificanti). - Com’è processato e regolato l’RNA? - Approfondimento sui microRNA: localizzazione genomica, biogenesi e modalità di regolazione dell’espressione genica (degradazione dell’mRNA e inibizione traduzionale). - Che cosa sono e quale ruolo hanno i long non coding RNA? • Lo studio del trascrittoma: a) Approccio STATICO: librerie di cDNA, normalizzate, sottratte e sequenziamento su larga scala (RNA-Seq); b) Approccio DINAMICO: tecnologia dei microarray, chip di DNA (Affymetrix), RNA-Seq, single cell RNA-Seq (scRNA-Seq). - Metodi bio-informatici e statistici impiegati nell’interpretazione dei dati di espressione. - A quali domande biologiche si può rispondere mediante l’analisi dell’espressione genica? PROTEOMICA (4 ore, 0.50 CFU): - Definizione di Proteoma e Proteomica. A quali quesiti biologici riusciamo rispondere con la proteomica? - Relazione tra trascrittoma e proteoma: system biology. - L’elettroforesi bidimensionale: focalizzazione isoelettrica e SDS-PAGE. - Come possiamo identificare le proteine in un proteoma? Descrizione della spettrometria di massa (MALDI-TOF).

Per la comprensione dei contenuti dell'insegnamento sono necessarie le conoscenze di base fornite dagli insegnamenti di Genetica, Biologia Molecolare e Ingegneria genetica.

La prova d'esame sarà valutata in base alle risposte date per ciascuna domanda, in termini di completezza dell'informazione fornita in ogni risposta, di capacità di collegamento fra concetti diversi (consequenzialità logica) e per la eventuale presenza di errori. La risposta a ciascuna domanda sarà valutata numericamente e il punteggio totale dell'esame risulterà dalla somma dei punteggi riportati nelle singole risposte.

• Titolo: Biologia molecolare, Autori: Amaldi F., Benedetti P., Pesole G., Plevani P., Luogo: --, Anno: 2018, Editore: Casa Editrice Ambrosiana, Note: III Edizione.
• Titolo: Biotecnologie molecolari principi e tecniche, Autori: Brown, Terence Austen; Maga, Giovanni; Brown,Terence Austen, Luogo: Bologna, Anno: 2022, Editore: Zanichelli, Note: III Edizione.
• Titolo: Ingegneria genetica, Autori: Nicholl D.S.T, Luogo: Bologna, Anno: 2026, Editore: Zanichelli, Note: I Edizione
• Titolo: Dai geni ai genomi, Autori: Dale J.W., von Schantz M., Plant N., Luogo: --, Anno: 2013, Editore: EdiSES, Note: III Edizione.
• Titolo: DNA Ricombinante, Autori: Watson J.D, Luogo: --, Anno: 2008, Editore: Zanichelli, Note: II Edizione.
• Titolo: Fondamenti di bioinformatica, Autori: Helmer Citterich M., Ferrè F., Pavesi G., Romualdi C., Pesole G., Luogo: --, Anno: 2018, Editore: Zanichelli, Note: I edizione.
• Titolo: Genetica Umana Molecolare, Autori: Strachan T. & Read A.P, Luogo: --, Anno: 2012, Editore: Zanichelli, Note: III Edizione.
• Titolo: Genomi 4, Autori: Brown T.A, Luogo: --, Anno: 2018, Editore: EdiSES, Note: --.
• Titolo: Introduzione alla genomica, Autori: Gibson G. & Muse S.V, Luogo: --, Anno: 2004, Editore: Zanichelli, Note: --.

La scienza del genoma è lo studio della struttura, del contenuto e dell’evoluzione dei genomi. Oggi, la scienza dei genomi, o “Genomica”, non è più limitata alla determinazione delle sequenze di DNA, ma si estende anche all’analisi dell’espressione e delle funzioni dei geni (Trascrittomica) e delle proteine (Proteomica). L’obiettivo principale del modulo “omico” di questo insegnamento è mostrare come vi possa essere una diversa visione della biologia se la prospettiva è spostata dai singoli geni all’intero genoma. Tale modulo fornisce delle basi fondamentali per la comprensione degli argomenti che verranno affrontati nei corsi avanzati di "Genomica" nelle LM. Nel modulo di Bioinformatica, le conoscenze e abilità da acquisire sono le seguenti: 1 - conoscere i metodi di allineamento locale e globale ed i sistemi di calcolo dei punteggi basati su matrici; saper utilizzare in modo avanzato tali approcci, modificando i preset per reiterare ed affinare le analisi; 2 - conoscere e saper identificare, ma anche sviluppare, i differenti tipi di marcatori funzionali (in proteine e sequenze di DNA); 3 - conoscere i database strutturali e saper visualizzare e confrontare strutture proteiche; saper predire la struttura secondaria e 3D; 4 - conoscere i principali metodi di interpretazione di un draft genomico o di un trascrittoma, i problemi connessi a gene finding ed annotazione in procarioti ed eucarioti. Al termine del corso, si acquisirà la capacità di integrare conoscenzze ed approcci di cui sopra per l'inferenza funzionale e lo "smart design" di esperimenti o in progetti di ingegnerizzazione biotecnologica.

L’insegnamento fornisce le basi teoriche e applicative delle principali discipline omiche e degli strumenti bioinformatici utilizzati per l’analisi e l’interpretazione dei dati biologici su larga scala. Verranno introdotti i concetti fondamentali di genomica, trascrittomica e proteomica, con particolare attenzione alle strategie di sequenziamento dei genomi, alle tecnologie di Next Generation Sequencing (NGS), all’organizzazione e regolazione dell’espressione genica e allo studio delle molecole codificanti e non codificanti, inclusi microRNA e long non-coding RNA. Saranno inoltre presentati i principali approcci sperimentali per l’analisi del trascrittoma (RNA-Seq, microarray, single-cell RNA-Seq) e del proteoma mediante elettroforesi bidimensionale e spettrometria di massa.

La parte bioinformatica approfondirà i metodi di allineamento locale e globale di sequenze nucleotidiche e proteiche, l’utilizzo di database biologici e degli strumenti di ricerca per similarità (BLAST), l’analisi di motivi conservati e domini proteici, la predizione della struttura e funzione delle proteine, l’identificazione di geni ed elementi regolativi nei genomi, nonché i principali approcci per l’annotazione genomica e l’analisi dei dati di espressione genica. Le attività pratiche consentiranno agli studenti di applicare strumenti bioinformatici online e pipeline di analisi a dati derivanti da esperimenti omici, sviluppando competenze nell’interpretazione biologica dei risultati e nella loro integrazione in un contesto di biologia dei sistemi.

L’insegnamento è erogato attraverso una combinazione di lezioni frontali, attività pratiche di laboratorio ed esercitazioni guidate, finalizzate all’acquisizione di conoscenze teoriche e competenze operative nell’ambito delle discipline omiche e della bioinformatica. Le lezioni prevedono una costante interazione tra docente e studenti mediante discussioni, domande guidate, analisi di casi studio e attività di problem solving. La parte sperimentale del modulo di Omiche comprende attività nei laboratori didattici, durante le quali gli studenti partecipano alla costruzione e al vaglio di una libreria di cDNA full-length ottenuta mediante tecnologia SMART, acquisendo familiarità con le principali metodologie molecolari impiegate nelle analisi omiche.

Il modulo di Bioinformatica è erogato in modalità blended e integra lezioni teoriche con esercitazioni pratiche svolte sia online sia in presenza. Le attività si basano sull’utilizzo di software e risorse bioinformatiche disponibili in rete per l’analisi di sequenze, dati di espressione e altre tipologie di dati omici. Le esercitazioni sono organizzate come attività di gruppo e prevedono fasi di training e test, durante le quali gli studenti sviluppano progetti di analisi ispirati a contesti reali di ricerca biotecnologica. I dati prodotti durante le esercitazioni del modulo di Omiche costituiscono materiale di studio e analisi per il modulo di Bioinformatica, evidenziando la forte integrazione tra le due discipline. Il percorso formativo è supportato da materiale didattico dedicato, feedback periodici del docente, attività collaborative e simulazioni di prove d’esame.

Coerentemente con la natura non solo teorica, ma anche applicativa dell’insegnamento, la valutazione terrà conto, in entrambi i moduli, sia delle conoscenze che delle capacità problem solving dimostrate. La prova d'esame scritta (modulo Discipline Omiche) sarà valutata in base alle risposte date per ciascuna domanda, in termini di completezza dell'informazione fornita in ogni risposta, di capacità di collegamento fra concetti diversi (consequenzialità logica) e per la eventuale presenza di errori. La risposta a ciascuna domanda sarà valutata numericamente e il punteggio totale dell'esame risulterà dalla somma dei punteggi riportati nelle singole risposte. Le relazioni sulla parte pratica (modulo Bioinformatica) sono valutate per la capacità problem solving, la pertinenza e completezza delle risposte, la capacità di focalizzare ed inferire le informazioni rilevanti, di cogliere al volo indizi predittivi, presentare dati e analisi in modo rigorosi, recepire adeguatamente il feedback per la revisione. Un punteggio parziale viene assegnato sulla base di tali capacità a ciascuno dei due report realizzati, contribuendo a metà voto (del modulo). La prova d’esame orale (modulo Bioinformatica) valuta le conoscenze teoriche sui metodi illustrati, nonché di potenziale e limiti degli stessi, ma anche la capacità argomentativa e le strategie problem-solving adottate di fronte ai casi studio prospettati.

Introduzione alle discipline OMICHE (mod. A):

• Titolo: Biologia molecolare, Autori: Amaldi F., Benedetti P., Pesole G., Plevani P., Luogo: --, Anno: 2018, Editore: Casa Editrice Ambrosiana, Note: III Edizione.
• Titolo: Biotecnologie molecolari principi e tecniche, Autori: Brown, Terence Austen; Maga, Giovanni; Brown,Terence Austen, Luogo: Bologna, Anno: 2022, Editore: Zanichelli, Note: III Edizione.
• Titolo: Dai geni ai genomi, Autori: Dale J.W., von Schantz M., Plant N., Luogo: --, Anno: 2013, Editore: EdiSES, Note: III Edizione.
• Titolo: DNA Ricombinante, Autori: Watson J.D, Luogo: --, Anno: 2008, Editore: Zanichelli, Note: II Edizione.
• Titolo: Fondamenti di bioinformatica, Autori: Helmer Citterich M., Ferrè F., Pavesi G., Romualdi C., Pesole G., Luogo: --, Anno: 2018, Editore: Zanichelli, Note: I edizione.
• Titolo: Genetica Umana Molecolare, Autori: Strachan T. & Read A.P, Luogo: --, Anno: 2012, Editore: Zanichelli, Note: III Edizione.
• Titolo: Genomi 4, Autori: Brown T.A, Luogo: --, Anno: 2018, Editore: EdiSES, Note: --.
• Titolo: Introduzione alla genomica, Autori: Gibson G. & Muse S.V, Luogo: --, Anno: 2004, Editore: Zanichelli, Note: --.

Bioinformatica (mod. B):

Non sono adottati testi di riferimento (ma l'eventuale lettura di libri e articoli non è scoraggiata).

Il corso si propone di far apprendere agli studenti le principali tecniche analitiche, applicate in campo agroalimentare, per l’identificazione quali-quantitativa di nutrienti composti caratteristici e di potenziali residui tossici di contaminanti dnegli alimenti, allo scopo di garantire la sicurezza, qualità, salubrità, tipicità e origine delle produzioni agro-zootecniche. - Al termine del corso lo studente: - conoscerà i residui di sostanze tossiche che possono subentrare nei processi di produzione e trasformazione alimentare e come la loro eventuale presenza venga monitorata/valutata ai fini della tutela del consumatore; - conoscerà le basi teoriche e tecniche che regolano i principali metodi analitici e immunochimici; - svilupperà la capacità di valutare le procedure di estrazione e separazione da matrici complesse come i tessuti vegetali e animali; - sarà in grado di impostare un piano di analisi per la ricerca di analiti da matrici agro-alimentari ; - sarà in grado di valutare criticamente i metodi analitici anche secondo i loro parametri di rendimento; - svilupperà la capacità di proporre soluzioni alle principali problematiche analitiche facendo riferimento alle innovazioni ed evoluzioni nel settore; - svilupperà la capacità trasversale di lavorare in gruppi misti con persone nuove e svilupperà spirito di iniziativa e pensiero critico.

Caratteristiche dei metodi analitici, stadi di un’analisi chimica, scelta del metodo di analisi, attrezzatura di un laboratorio. Campionamento, preparazione del campione, esecuzione dell'analisi. Trattamento dei dati analitici. Fonti di errore, precisione ed accuratezza, ripetibilità e riproducibilità, errori sistematici e casuali, limite di rilevazione (LOD), limite di quantificazione (LOQ), concentrazioni critiche CC e CC, convalida di un metodo. La radiazione elettromagnetica, interazione radiazione e materia, assorbimento, emissione, luminescenza. Principali tecniche spettrometriche. Spettroscopia di assorbimento molecolare nell’UV-visibile, ICP, tecniche all’infrarosso, fluorescenza, NMR. Tecniche cromatografiche, classificazione e meccanismi di separazione, efficienza delle prestazioni. GC, HPLC, SEC. Spettrometria di massa, regioni sorgente, selettori e analizzatori: caratteristiche, applicazioni e potenzialità. Tecniche di screening su base immunoenzimatica (RIA, ELISA). Approcci peculiari per la rilevazione di alcuni residui di sostanze tossiche (e.g. diossino-simili). Enti preposti e normative (piani di controllo e sorveglianza) volti al controllo dei residui di sostanze tossiche (contaminanti, farmaci) riscontrabili negli alimenti. Modalità di prelievo e conferimento dei campioni nel contesto dei piani di controllo e sorveglianza.

Lo studente dovrà possedere conoscenze nel campo della chimica, biochimica, biologia e della fisiologia.

Sono previsti 5 CFU di didattica in aula (lezioni frontali). In generale l’ambiente di apprendimento cercherà di favorire il coinvolgimento attivo dei partecipanti, con un ambiente accogliente ed informale, che incoraggi le domande e gli approfondimenti. Durante le lezioni alcuni argomenti (pretrattamento, campionamento) saranno trattati in modo interattivo con lavori di gruppo e discussione in classe. Per altri temi (spettrometria UV-VIS; HPLC) saranno trattati con l’ausilio di materiale in classe. In via sperimentale verrà assegnato il compito di mettere in pratica, a gruppi, una procedura analitica a scelta degli studenti da effettuarsi tramite spettrometro UV-VIS. Il compito prevederà quattro fasi: 1) Lo studio della letteratura e la comprensione delle fasi analitiche della metodica scelta (Campionamento, Estrazione, analisi); 2) L’adattamento della metodica alle condizioni analitiche dei laboratori didattici di Agripolis; 3) L’esecuzione dell’analisi a partire dalla matrice scelta fino all’ottenimento dei dati e dei risultati 4) Un momento di presentazione (Relazione scritta o PowerPoint a scelta degli studenti) della procedura e dei risultati analitici. Sono quindi previste attività pratiche di laboratorio e visite per complessive 16 ore (1 CFU). Una visita didattica presso il laboratorio di chimica degli alimenti dell’istituto zooprofilattico sperimentale delle Venezie è prevista al termine del corso. I docenti sono favorevoli all’uso critico dell’intelligenza artificiale. I contenuti sviluppati dall’intelligenza artificiale, non essendo controllabili non costituiscono materiale di apprendimento. Tuttavia, il loro utilizzo può essere discusso in aula durante le lezioni ma categoricamente escluso in sede di esame. Oltre a rivolgersi al docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Nell’esame scritto, nelle risposte relative alle domande aperte verranno valutate la correttezza e chiarezza dei contenuti e l’uso del linguaggio scientifico. Nelle domande a risposta multipla verrà valutata la correttezza della risposta, senza penalizzazione in caso di risposta non corretta. Nell’esame orale verranno valutate la chiarezza espositiva, la conoscenza dei concetti e l’uso della corretta terminologia. Sarà inoltre valutata la capacità critica e la riflessione sui concetti appresi, la capacità di trovare soluzioni a problemi analitici realistici e la capacità di integrare i contenuti dell’insegnamento con gli argomenti trattati in altri insegnamenti del corso di studio.

Il modulo fornisce le conoscenze teoriche e pratiche per l'analisi qualitativa e quantitativa di proteine, con particolare attenzione alle metodologie biochimiche applicate alla caratterizzazione, purificazione e validazione di biomolecole di interesse.

1. Conoscenza e comprensione

Comprendere i principi teorici delle principali tecniche biochimiche e analitiche applicate alla caratterizzazione di proteine.

Conoscere le strategie di purificazione di proteine di interesse e i saggi di qualità, purezza e identificazione di biomolecole.

2. Capacità di applicare conoscenza e comprensione

Applicare tecniche biochimiche e analitiche alla determinazione qualitativa e quantitativa di biomolecole.

Progettare strategie di purificazione proteica.

Scegliere la tecnica più adatta in funzione dello scopo e delle risorse disponibili.

3. Autonomia di giudizio

Selezionare criticamente le metodiche più appropriate per specifici problemi di caratterizzazione e purificazione di biomolecole di interesse.

Analizzare e valutare rigorosamente i risultati sperimentali.

4. Abilità comunicative

Presentare e discutere dati sperimentali in forma scritta e orale con linguaggio scientifico appropriato.

Lavorare efficacemente in gruppo, contribuendo attivamente alle attività didattiche collaborative.

5. Capacità di apprendimento

Consultare autonomamente letteratura scientifica per aggiornarsi su nuove metodologie e approcci nel settore biochimico.

Questo modulo si propone di approfondire le principali tecniche di analisi utilizzate in campo biochimico. In particolare, verranno discusse metodologie che poi gli studenti potranno applicare durante le esercitazioni pratiche.

Tali conoscenze verranno indirizzate ad un approccio critico nel risolvere problematiche correlate ad analisi qualitative riguardanti macromolecole biologiche:

• Strategie di purificazione di proteine
• Progettazione di un esperimento di purificazione di proteine e peptidi: obiettivi e costi
• Relazione tra struttura di proteine e attività biologica Introduzione alle tecniche di identificazione di proteine Introduzione alle tecniche cromatografiche.
• Principi generali della cromatografia in fase liquida
• Cromatografia in gel filtrazione
• Cromatografia in scambio ionico
• Cromatografia in fase inversa (RP-HPLC)
• Cromatografia di affinità
• Criteri per definire la purezza di una proteina 

Non sono presenti propedeuticità formali. Sono tuttavia necessarie conoscenze di base nelle seguenti aree:

Chimica generale e inorganica

Concetto di pH e soluzioni tampone

Calcolo della concentrazione, preparazione di soluzioni e diluizioni

Chimica organica

Principali gruppi funzionali e loro proprietà

Concetti di polarità, idrofilicità e idrofobicità

Stereochimica di base (enantiomeri e chiralità)

Biochimica

Struttura e proprietà chimico-fisiche delle biomolecole

Le lezioni sono svolte mediante presentazioni e diapositive, e supportate da attività di apprendimento attivo in aula. Talvolta sono mostrati brevi filmati. Gli studenti vengono invitati ad intervenire interattivamente durante le lezioni frontali e a partecipare alle attività di didattica attiva proposta (es. flipped classroom, peer evaluation, padlet, wooclap...).

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

E’ vietato l’uso di qualsiasi strumento di Intelligenza Artificiale per lo svolgimento di tutte le prove di esame e degli elaborati dei laboratori. 

La valutazione si basa su:

• conoscenza dei contenuti teorici
• comprensione delle attività svolte durante il laboratorio didattico
• capacità di analisi critica e rielaborazione delle informazioni
• precisione metodologica
• proprietà di linguaggio

Si tiene inoltre conto della partecipazione attiva alle attività didattiche e del report finale di laboratorio.

• Lundanes, Greibrokk, Reubsaet "Cromatografia principi di base, preparazione di campioni e metodi correlati". 2023, Piccin

• Bonaccorsi di Patti, Contestabile, Di Salvo "Metodologie biochimiche espressione, purificazione e caratterizzazione delle proteine". 2019, Zanichelli

• Ninfa, Ballou "Metodologie di base per la biochimica e la biotecnologia" 2000, Zanichelli

• De Marco, Cini "Principi di Metodologia Biochimica". 2009, Piccin 

Il corso integrato fornisce le conoscenze teoriche e pratiche per l'analisi qualitativa e quantitativa di macromolecole biologiche e di farmaci biotecnologici, con particolare attenzione alle metodologie biochimiche e farmaceutiche applicate alla caratterizzazione, alla purificazione e alla validazione di prodotti di interesse biofarmaceutico.

1. Conoscenza e comprensione

Comprendere i principi teorici delle principali tecniche biochimiche e analitiche applicate alla caratterizzazione di macromolecole biologiche e biofarmaci.

Conoscere le strategie di purificazione di proteine di interesse e i saggi di qualità, purezza e identificazione di biomolecole.

Conoscere il quadro regolatorio per l'analisi farmaceutica dei prodotti biotecnologici.

2. Capacità di applicare conoscenza e comprensione

Applicare tecniche biochimiche e analitiche alla determinazione qualitativa e quantitativa di biomolecole e prodotti di interesse farmaceutico.

Progettare strategie di purificazione proteica e condurre saggi per la caratterizzazione funzionale di biofarmaci.

Scegliere la tecnica più adatta in funzione dello scopo e delle risorse disponibili.

3. Autonomia di giudizio

Selezionare criticamente le metodiche più appropriate per specifici problemi di caratterizzazione e purificazione di biomolecole di interesse.

Analizzare e valutare rigorosamente i risultati sperimentali.

4. Abilità comunicative

Presentare e discutere dati sperimentali in forma scritta e orale con linguaggio scientifico appropriato.

Lavorare efficacemente in gruppo, contribuendo attivamente alle attività didattiche collaborative.

5. Capacità di apprendimento

Consultare autonomamente letteratura scientifica e fonti normative di riferimento per aggiornarsi su nuove metodologie e approcci nel settore biochimico e farmaceutico.

MODULO A - METODOLOGIE BIOCHIMICHE

Questo modulo si propone di approfondire le principali tecniche di analisi utilizzate in campo biochimico. In particolare, verranno discusse metodologie che poi gli studenti potranno applicare durante le esercitazioni pratiche.

Tali conoscenze verranno indirizzate ad un approccio critico nel risolvere problematiche correlate ad analisi qualitative riguardanti macromolecole biologiche:

• Strategie di purificazione di proteine
• Progettazione di un esperimento di purificazione di proteine e peptidi: obiettivi e costi
• Relazione tra struttura di proteine e attività biologica Introduzione alle tecniche di identificazione
• di proteine Introduzione alle tecniche cromatografiche.
• Principi generali della cromatografia in fase liquida
• Cromatografia in gel filtrazione
• Cromatografia in scambio ionico
• Cromatografia in fase inversa (RP-HPLC)
• Cromatografia di affinità
• Criteri per definire la purezza di una proteina 

MODULO B - METODOLOGIE FARMACEUTICHE

Il modulo è strutturato in 5 macro-argomenti:

1) Introduzione al farmaco e agli aspetti regolatori dell'analisi farmaceutica (~7 ore)

Definizione e classi di farmaci biotecnologici, fasi di sviluppo, quadro regolatorio (EMA, ICH, GMP), Farmacopea Europea, Quality-by-Design, validazione delle procedure analitiche, processi di produzione di biofarmaci.

2) Richiami di chimica analitica farmaceutica (~2 ore)

Fasi dell'analisi quantitativa, preparazione del campione, valutazione del risultato sperimentale e gestione dell'errore.

3) Analisi quantitativa di biofarmaci mediante tecniche spettroscopiche (~10 ore)

Spettroscopia UV-vis e spettroscopia di fluorescenza: principi teorici e applicazioni alla determinazione quantitativa di biomolecole di interesse farmaceutico.

4) Analisi qualitativa e strutturale mediante approcci biofisici integrati (~10 ore)

Dicroismo circolare (CD), spettroscopia NMR ed elettroforesi capillare: principi teorici e applicazioni alla caratterizzazione qualitativa e strutturale di macromolecole terapeutiche.

5) Caratterizzazione funzionale di biofarmaci (~3 ore)

Saggi di attività biologica e potenza; esempi da dossier EMA.

Attività di laboratorio (32 ore)

Le esperienze pratiche integrano e approfondiscono i contenuti teorici, coprendo: analisi quantitativa di biomolecole tramite spettroscopia UV-vis e fluorescenza; determinazione della relazione struttura-attività per un prodotto biotecnologico tramite approcci biofisici integrati; saggi funzionali per la caratterizzazione di biofarmaci (attività enzimatica, interazione aptamero-proteina, ELISA); determinazione dell'identità di sostanze incognite tramite approcci spettroscopici.

Non sono presenti propedeuticità formali. Sono tuttavia necessarie conoscenze di base nelle seguenti aree:

Chimica generale e inorganica

Concetto di pH e soluzioni tampone

Calcolo della concentrazione, preparazione di soluzioni e diluizioni

Chimica organica

Principali gruppi funzionali e loro proprietà

Concetti di polarità, idrofilicità e idrofobicità

Stereochimica di base (enantiomeri e chiralità)

Biochimica

Struttura e proprietà chimico-fisiche delle biomolecole

MODULO A - METODOLOGIE BIOCHIMICHE

Le lezioni sono svolte mediante presentazioni e diapositive, e supportate da attività di apprendimento attivo in aula. Talvolta sono mostrati brevi filmati. Gli studenti vengono invitati ad intervenire interattivamente durante le lezioni frontali e a partecipare alle attività di didattica attiva proposte (es. flipped classroom, peer evaluation, padlet, wooclap...).

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

E’ vietato l’uso di qualsiasi strumento di Intelligenza Artificiale per lo svolgimento di tutte le prove di esame e degli elaborati dei laboratori. 

MODULO B - METODOLOGIE FARMACEUTICHE

Il modulo è articolato in 32 ore di lezione frontale e 32 ore di esercitazioni pratiche di laboratorio.

Le lezioni frontali prevedono l'utilizzo di slides e materiale audiovisivo ed incoraggiano la partecipazione attiva degli studenti tramite discussioni in aula e problem solving applicato a casi di interesse biofarmaceutico.

Le esercitazioni di laboratorio sono organizzate in 5 esperienze, svolte in gruppo, nelle quali lo studente applica le tecniche analitiche acquisite durante le lezioni teoriche per identificare, quantificare e caratterizzare sostanze di interesse biofarmaceutico.

Studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione si basa su:

• conoscenza dei contenuti teorici
• comprensione delle attività svolte durante il laboratorio didattico
• capacità di analisi critica e rielaborazione delle informazioni
• precisione metodologica
• proprietà di linguaggio

Si tiene inoltre conto della partecipazione attiva alle attività didattiche e del report finale di laboratorio.

MODULO A - METODOLOGIE BIOCHIMICHE

• Lundanes, Greibrokk, Reubsaet "Cromatografia principi di base, preparazione di campioni e metodi correlati". 2023, Piccin
• Bonaccorsi di Patti, Contestabile, Di Salvo "Metodologie biochimiche espressione, purificazione e caratterizzazione delle proteine". 2019, Zanichelli
• Ninfa, Ballou "Metodologie di base per la biochimica e la biotecnologia" 2000, Zanichelli
• De Marco, Cini "Principi di Metodologia Biochimica". 2009, Piccin 

MODULO B - METODOLOGIE FARMACEUTICHE

• Analisi chimico-farmaceutica : elementi di analisi qualitativa e metodi applicati ai farmaci della European pharmacopoeia, Autori: F. Savelli; O. Bruno; O. Azzolina; A. Boido; A. Borassi; C. Brullo; A. Casapullo; S. Collina; R. Maffei Facino; M. Mazzei; L. Merello; M. Orioli; C. Pizza; R. Raggio; B. Tasso, Anno: 2005, Editore: Piccin.
• Analytical Characterization of Biotherapeutics, Autori: Jennie R. Lill, Wendy Sandoval, Anno: 2017, Editore: John Wiley and Sons Ltd.

Il modulo fornisce le conoscenze teoriche e pratiche per l'analisi qualitativa e quantitativa di farmaci biotecnologici, con particolare attenzione alle metodologie analitiche e farmaceutiche applicate alla caratterizzazione e alla validazione di prodotti di interesse biofarmaceutico.

1. Conoscenza e comprensione

Comprendere i principi teorici delle principali tecniche analitiche applicate alla caratterizzazione di biofarmaci.

Conoscere il quadro regolatorio per l'analisi farmaceutica dei prodotti biotecnologici.

2. Capacità di applicare conoscenza e comprensione

Applicare tecniche analitiche alla determinazione qualitativa e quantitativa di prodotti di interesse farmaceutico.

Condurre saggi per la caratterizzazione funzionale di biofarmaci.

Scegliere la tecnica più adatta in funzione dello scopo e delle risorse disponibili.

3. Autonomia di giudizio

Selezionare criticamente le metodiche più appropriate per specifici problemi di caratterizzazione di biomolecole di interesse farmaceutico.

Analizzare e valutare rigorosamente i risultati sperimentali.

4. Abilità comunicative

Presentare e discutere dati sperimentali in forma scritta e orale con linguaggio scientifico appropriato.

Lavorare efficacemente in gruppo, contribuendo attivamente alle attività didattiche collaborative.

5. Capacità di apprendimento

Consultare autonomamente letteratura scientifica e fonti normative di riferimento per aggiornarsi su nuove metodologie e approcci nel settore farmaceutico.

Il modulo è strutturato in 5 macro-argomenti:

1) Introduzione al farmaco e agli aspetti regolatori dell'analisi farmaceutica (~7 ore)

Definizione e classi di farmaci biotecnologici, fasi di sviluppo, quadro regolatorio (EMA, ICH, GMP), Farmacopea Europea, Quality-by-Design, validazione delle procedure analitiche, processi di produzione di biofarmaci.

2) Richiami di chimica analitica farmaceutica (~2 ore)

Fasi dell'analisi quantitativa, preparazione del campione, valutazione del risultato sperimentale e gestione dell'errore.

3) Analisi quantitativa di biofarmaci mediante tecniche spettroscopiche (~10 ore)

Spettroscopia UV-vis e spettroscopia di fluorescenza: principi teorici e applicazioni alla determinazione quantitativa di biomolecole di interesse farmaceutico.

4) Analisi qualitativa e strutturale mediante approcci biofisici integrati (~10 ore)

Dicroismo circolare (CD), spettroscopia NMR ed elettroforesi capillare: principi teorici e applicazioni alla caratterizzazione qualitativa e strutturale di macromolecole terapeutiche.

5) Caratterizzazione funzionale di biofarmaci (~3 ore)

Saggi di attività biologica e potenza; esempi da dossier EMA.

Attività di laboratorio (32 ore)

Le esperienze pratiche integrano e approfondiscono i contenuti teorici, coprendo: analisi quantitativa di biomolecole tramite spettroscopia UV-vis e fluorescenza; determinazione della relazione struttura-attività per un prodotto biotecnologico tramite approcci biofisici integrati; saggi funzionali per la caratterizzazione di biofarmaci (attività enzimatica, interazione aptamero-proteina, ELISA); determinazione dell'identità di sostanze incognite tramite approcci spettroscopici.

Non sono presenti propedeuticità formali. Sono tuttavia necessarie conoscenze di base nelle seguenti aree:

Chimica generale e inorganica

Concetto di pH e soluzioni tampone

Calcolo della concentrazione, preparazione di soluzioni e diluizioni

Chimica organica

Principali gruppi funzionali e loro proprietà

Concetti di polarità, idrofilicità e idrofobicità

Stereochimica di base (enantiomeri e chiralità)

Biochimica

Struttura e proprietà chimico-fisiche delle biomolecole

Il modulo è articolato in 32 ore di lezione frontale e 32 ore di esercitazioni pratiche di laboratorio.

Le lezioni frontali prevedono l'utilizzo di slides e materiale audiovisivo ed incoraggiano la partecipazione attiva degli studenti tramite discussioni in aula e problem solving applicato a casi di interesse biofarmaceutico.

Le esercitazioni di laboratorio sono organizzate in 5 esperienze, svolte in gruppo, nelle quali lo studente applica le tecniche analitiche acquisite durante le lezioni teoriche per identificare, quantificare e caratterizzare sostanze di interesse biofarmaceutico.

Studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione si basa su:

• conoscenza dei contenuti teorici
• comprensione delle attività svolte durante il laboratorio didattico
• capacità di analisi critica e rielaborazione delle informazioni
• precisione metodologica
• proprietà di linguaggio

Si tiene inoltre conto della partecipazione attiva alle attività didattiche e del report finale di laboratorio.

Analisi chimico-farmaceutica : elementi di analisi qualitativa e metodi applicati ai farmaci della European pharmacopoeia, Autori: F. Savelli; O. Bruno; O. Azzolina; A. Boido; A. Borassi; C. Brullo; A. Casapullo; S. Collina; R. Maffei Facino; M. Mazzei; L. Merello; M. Orioli; C. Pizza; R. Raggio; B. Tasso, Anno: 2005, Editore: Piccin.

Analytical Characterization of Biotherapeutics, Autori: Jennie R. Lill, Wendy Sandoval, Anno: 2017, Editore: John Wiley and Sons Ltd.

Introduzione a:

• Microbiota umano in condizioni normali e patologiche
• Patogenesi delle infezioni batteriche e virali
• Principi generali della diagnostica di laboratorio delle malattie ad eziologia batterica e virale
• Struttura, meccanismo d’azione e attività dei farmaci.

Sistematica:

Procarioti: Staphylococcus, Streptococcus, Corynebacterium, Listeria, Mycobacterium, Neisseria, Enterobacteriaceae, Pseudomonas, Vibrio, Campylobacter, Helicobacter, Haemophilus, Bordetella, Bacillus e Clostridium, Treponema, Borrelia e Leptospira. Legionella, Chlamydia.

Virus: Virus a DNA - Papillomavirus, Poliomavirus, Herpesvirus, Adenovirus, Parvovirus, Poxvirus, Hepadnavirus. Virus a RNA - Picornavirus, Coronavirus, Orthomyxovirus, Paramyxovirus, Rabdovirus, Filovirus, Virus delle epatiti (A, C, D, G, E), Retrovirus (HTLV, HIV), virus trasmessi da artropodi e da roditori: Bunyavirales, Flavivirus.

• Titolo: Microbiologia medica, Autori: Conte, Maria Pia; Berlutti, Francesca, Luogo: Bologna, Anno: 2023, Editore: Esculapio, Note: --.
• Titolo: Principi di Microbiologia medica, Autori: Antonelli, Guido; Clementi, Massimo; Pozzi, Gianni; Antonelli,Guido, Luogo: Rozzano, Anno: 2022, Editore: Casa Editrice Ambrosiana, Note: Obbligatorio

1. Conoscenza e comprensione

Lo studente acquisirà conoscenze sulla struttura e il ciclo replicativo di batteri e virus, sull'organizzazione del sistema immunitario (componenti umorali e cellulari) e sui meccanismi di base dell'immunopatologia (reazioni di ipersensibilità di tipo I-IV).

2. Capacità di applicare conoscenza e comprensione

Lo studente sarà in grado di applicare le conoscenze acquisite per interpretare l'epidemiologia, le modalità di trasmissione e la patogenesi degli agenti infettivi, e per comprendere i principi degli interventi farmacologici sul sistema immunitario e le strategie terapeutiche nelle patologie immunologiche.

3. Autonomia di giudizio

Lo studente sarà in grado di valutare criticamente le modalità di risposta immunitaria agli agenti patogeni e di ragionare sull'appropriatezza degli interventi terapeutici per potenziare o modulare la risposta immunitaria.

4. Abilità comunicative

Lo studente saprà discutere con linguaggio scientifico appropriato i meccanismi infettivi e immunologici acquisiti durante il corso.

5. Capacità di apprendimento

Lo studente avrà sviluppato gli strumenti concettuali necessari per aggiornarsi autonomamente sulle tematiche di microbiologia e immunologia.

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La valutazione della preparazione dello studente si baserà sulla comprensione degli argomenti svolti, sull'acquisizione dei concetti e metodologie proposte e sulla capacità di applicarli in modo autonomo e consapevole.

Le domande a scelta multipla valuteranno principalmente la conoscenza dei concetti fondamentali trattati durante il corso, mentre le domande a risposta aperta permetteranno di valutare la capacità dello studente di organizzare le informazioni, esporre in modo chiaro e sintetico i contenuti e integrare i diversi argomenti affrontati.

Criteri di valutazione

● correttezza delle soluzioni

● chiarezza e rigore espositivo

L’insegnamento è diviso in due moduli:

A) Principi di Chimica Farmaceutica;

B) Principi di Tecnologia Farmaceutica.

I due moduli possono essere seguiti anche singolarmente, rispettivamente con i codici SCQ0093976 (Principi di Chimica Farmaceutica) e SCQ0093975 (Principi di Tecnologia Farmaceutica).

A) PRINCIPI DI CHIMICA FARMACEUTICA.

Conoscenza delle metodologie di sviluppo dei farmaci, dei meccanismi generali d'azione dei farmaci, dei tipi di legami e dei fattori coinvolti nell'interazione farmaco-bersaglio; delle relazioni tra struttura del farmaco e la sua attività.

B) PRINCIPI DI TECNOLOGIA FARMACEUTICA.

-Conoscenze di base e razionale dello sviluppo farmaceutico con riferimento a farmaci biotecnologici;

-capacità di analisi quantitativa farmacocinetica mirata allo sviluppo del prodotto farmaceutico;

-conoscenza dei processi di assorbimento dei farmaci;

-conoscenza delle vie di somministrazione per lo sviluppo del prodotto biofarmaceutico;

-capacità di analisi biofarmaceutica;

-conoscenza critica dei principiali processi e impianti nella produzione farmaceutica;

-conoscenza e criteri di selezione di eccipienti impiegati nella produzione di forme farmaceutiche

-capacità di progettazione di formulazioni non convenzionali

-conoscenza di fattori chiave nella progettazione e analisi critica di formulazioni per via parenterale con riferimento alla produzione.

-conoscenze necessarie alla progettazione di sistemi dispersi

-potenzialità e problemi nello sviluppo di prodotti per vie di somministrazione non convenzionali (polmonare, nasale, transdermico, oculare)

Modulo A. PRINCIPI DI CHIMICA FARMACEUTICA.

Progettazione e sviluppo di farmaci

Bersagli dell'azione dei farmaci

Interazioni farmaco-bersaglio

Relazioni tra struttura e azione dei farmaci

Basi molecolari dell'azione dei farmaci

Macromolecole come farmaci

Macromolecole come bersagli di farmaci

Esempi di alcune classi di farmaci: Antipertensivi, Ipolipidemizzanti, Ipoglicemizzanti, Farmaci attivi su coagulazione, Antiepatite, Antitumorali, Antipsicotici e antidepressivi

Modulo B:PRINCIPI DI TECNOLOGIA FARMACEUTICA

Dalla Tecnologia Farmaceutica al Drug Delivery. In-put e out-put.

Principi e obiettivi della preformulazione farmaceutica

Classificazione di prodotti farmaceutici: farmaci biotech, biosimilari e biobetter.

Fasi di sviluppo di un prodotto farmaceutico biotecnologico.

Farmacocinetica: analisi mediante sistemi compartimentali e non compartimentali. Parametri farmacocinetici ed elaborazioni matematiche. Generici. Biodisponibilità e bioequivalenza

Assorbimento dei farmaci: aspetti fisiologici e chimico-fisici dell’assorbimento passivo e attivo.

Disponibilità: rate limiting step. Solubilità e dissoluzione, considerazioni termodinamiche, Noyes-Withney, Diffusione,I e II legge di Fick.

Principi generali di set up di processi e scelta di eccipienti.

Aspetti di stabilità di formulazioni dei farmaci biotech

Sistemi dispersi: concetti generali. Sospensioni, emulsioni

Medicinali parenterali

Iniettabili e sterilità: principi di base, processi e tecnologie.

Per seguire l'insegnamento di Principi di Chimica e Tecnologia Farmaceutica con profitto è necessario possedere conoscenze di base di matematica, basi di chimica generale e inorganica con particolare riferimento alle leggi dell'equilibrio chimico, pH/pKa,reazioni chimiche, solubilità, conoscenza di semplici leggi di fisica e termodinamica, conoscenza delle strutture e proprietà chimico-fisiche delle funzioni molecolari organiche e delle comuni molecole di interesse farmaceutico, conoscenze di biochimica, conoscenze di base di anatomia e fisiologia necessarie per la comprensione delle vie di somministrazione e del profilo farmacocientico e distributivo dei farmacie della loro biodisponibilità.

Il corso di Principi di Chimica e Tecnologia Farmaceutica prevede ore di lezioni frontali con l'ausilio di proiezione di slide e di filmati.

Verifica dei concetti acquisiti tramite erogazione di quiz attraverso software interattivi.

Le lezioni potranno essere in presenza e/o a distanza secondo indicazioni di ateneo

Lezioni frontali vengono svolte anche in collaborazione di esperti del settore provenienti dall'industria o docenti di università straniere.

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione della preparazione dello studenti all'esame si basa sulla verifica dell'acquisita conoscenza degli argomenti svolti a lezione. Viene data particolare importanza alla capacità di correlare i vari argomenti della chimica e tecnologia farmaceutica trattati a lezione e le conoscenze di base.

• Titolo: FOYE's Principi di Chimica Farmaceutica, Autori: T. L. Lemke, D.A. Williams, Luogo: Padova, Anno: 2021, Editore: Piccin, Note: testo di consultazione.
• Titolo: Chimica Farmaceutica, Autori: G.L. Patrick, Luogo: Napoli, Anno: 2015, Editore: Edises, Note: testo di consultazione.
• Titolo: Physical pharmacy: physical chemical principles in the pharmaceutical sciences, Autori: A Martin,, Luogo: --, Anno: 0, Editore: --, Note: --.
• Titolo: Principi di Tecnologie Farmaceutiche, Autori: P. Colombo, Luogo: --, Anno: 0, Editore: CEA, Note: --.

Il Corso introduce lo studente alla complessità dei fenomeni patologici. Verranno illustrati i processi patologici elementari nella sezione di Patologia Generale ed approfondite le conseguenze a livello di alcuni apparati-sistemi nella sezione di Fisiopatologia. In particolare, il corso affronterà:

• la caratterizzazione eziologica e molecolare del danno
• le risposte cellulari ad alterazioni dell'omeostasi di tipo reversibile e irreversibile
• le risposte integrate al danno e gli eventi necessari al recupero morfo-funzionale
• le modificazioni biologiche e molecolari caratterizzanti la proliferazione neoplastica

Al termine del corso lo studente sarà in grado di:

1) conoscere la natura dei diversi agenti eziologici, le conseguenze derivanti dall'esposizione al danno di cellule e tessuti e le caratteristiche dei processi patologici elementari (Conoscenza e capacità di comprensione)

2) comprendere che il danno deriva da una perdita dell’omeostasi, che innesca una serie di azioni compensatorie che non sempre vanno a buon fine. Collegare le conoscenze acquisite nei vari ambiti della patologia generale ed utilizzarle per comprendere e spiegare situazioni complesse e fenomeni fisiopatologici, e le implicazioni a livello di intero organismo (Capacità di applicare conoscenza e comprensione)

3) comprendere che patologie molto diverse hanno in comune l’alterazione di un numero relativamente piccolo di processi fisiologici fondamentali (Autonomia di giudizio)

4) esporre i contenuti con un linguaggio biomedico appropriato (Abilità comunicative)

5) consultare materiale scientifico in autonomia per aggiornare le conoscenze acquisite, nonché affrontare con competenza ed autonomia corsi di studio magistrali ad indirizzo biomedico (Capacità di apprendimento)

1. Concetti di omeostasi, malattia, eziologia e patogenesi.

2. Agenti fisici, chimici e biologici di danno: esempi e meccanismi. Danno ossidativo e meccanismi antiossidanti.

3. Patologia Cellulare. Le risposte della cellula al danno. Gli adattamenti cellulari: atrofia, ipertrofia, iperplasia, metaplasia, displasia. L’autofagia. Morfologia del danno reversibile: degenerazione idropica e grassa. Il danno irreversibile. La morte cellulare: necrosi, apoptosi, necroptosi.

4. Le risposte integrate al danno. L’infiammazione acuta. Fase vascolare. Fase cellulare. Mediatori chimici. Tipi di essudato. Effetti sistemici dell’infiammazione. Esiti del processo infiammatorio: il processo di guarigione. La guarigione per riparazione: il tessuto di granulazione. La guarigione delle ferite cutanee. Infiammazione cronica. I granulomi.

5. L’infiammazione silente ed il suo ruolo nell’obesità, diabete, aterosclerosi. Cenni di fisiopatologia del sistema cardiocircolatorio: trombosi, embolismo, aneurismi, ischemie, infarti.

6. Immunopatologia. Le reazioni di ipersensibilità.

7. Fisiopatologia del sangue. Le anemie: meccanismi patogenetici. Anemia falciforme e talassemie.

8. La proliferazione neoplastica. Aspetti generali di classificazione ed epidemiologia delle neoplasie. Effetti locali e sistemici delle neoplasie. Basi molecolari dei tumori. Oncogeni ed oncosoppressori. Alterazioni morfologiche e funzionali della cellula neoplastica. Invasione e metastasi. Cancerogenesi fisica, chimica, virale, ormonale.

Lo studente deve possedere nozioni adeguate di Anatomia, Fisiologia, Biochimica, Microbiologia ed Immunologia. Eventuali propedeuticità formali sono quelle previste dal regolamento del Corso di Studio.

Il corso è erogato esclusivamente mediante lezioni frontali con l’ausilio di videoproiezione, arricchite da video di approfondimento di taglio biotecnologico e revisioni della letteratura caricati sul Moodle del corso. Alcuni aspetti di istopatologia saranno discussi mediante condivisione di quadri istopatologici.

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Politica sull’intelligenza artificiale generativa: l’uso di strumenti di IA generativa è consentito esclusivamente per lo studio personale, come supporto alla comprensione, al ripasso e all’organizzazione individuale dei materiali. Non è ammesso durante la prova d’esame né per finalità valutative o per la produzione di elaborati da consegnare. L’eventuale uso deve avvenire in modo critico, responsabile e trasparente, senza inserire dati personali, dati sensibili o materiali non pubblici.

La valutazione finale risulta dall'accertamento delle 2 parti della prova scritta, che hanno un peso diverso per cui il voto finale sarà la media ponderata delle 2 parti (60% del peso sarà dato dal voto in 30esimi delle domande aperte, 40% dal voto in 30esimi del quiz). Il punteggio massimo complessivo è pari a 30/30 e lode. Per le domande aperte, la valutazione si basa sulla completezza e correttezza delle risposte, la chiarezza espositiva, la capacità di collegare argomenti diversi del programma e di esprimere i concetti in un linguaggio biomedico appropriato. Per il quiz si valuterà il numero delle risposte corrette e si darà una lieve penalizzazione per quelle errate.

Kumar, Abbas, Aster, Robbins and Cotran - Le basi patologiche delle malattie. EDRA la Feltrinelli, 2021. Decima edizione.

Pontieri. Patologia generale & Fisiopatologia generale. Piccin, 2026 VII edizione.

L’insegnamento fornisce conoscenze teoriche e competenze operative nell’ambito della genomica e della bioinformatica microbica.

Al termine del corso lo studente sarà in grado di:

·      descrivere i principi fondamentali della genomica microbica, inclusi organizzazione genomica, evoluzione microbica e trasferimento genico orizzontale;

·      spiegare le principali tecnologie di sequenziamento genomico e gli approcci sperimentali utilizzati nello studio dei genomi e delle comunità microbiche;

·      comprendere i principi e le applicazioni del sequenziamento del gene 16S rRNA, del sequenziamento genomico completo (Whole Genome Sequencing), della metagenomica e del metabarcoding;

·      applicare procedure bioinformatiche di base per l’analisi e l’interpretazione di dati genomici microbici;

·      utilizzare software e pipeline bioinformatiche per il controllo di qualità delle sequenze, l’assemblaggio genomico, l’analisi tassonomica e la genomica comparata;

·      interpretare criticamente risultati derivanti da analisi genomiche e metagenomiche in ambito agroalimentare, veterinario, ambientale e microbiologico;

·      comunicare informazioni e risultati scientifici utilizzando una terminologia tecnica appropriata.

Bioinformatica (1 CFU)

·      Introduzione alla bioinformatica applicata alla genomica microbica;

·      Controllo di qualità e gestione dei dati di sequenziamento;

·      Principi di assemblaggio genomico;

·      Analisi delle comunità microbiche;

·      Utilizzo di base di QIIME2 per l’analisi di dati di sequenziamento del gene 16S rRNA.

Genomica microbica (5 CFU)

·      Principi di genomica microbica;

·      Organizzazione ed evoluzione dei genomi microbici;

·      Trasferimento genico orizzontale e adattamento microbico;

·      Interazioni ospite-microbiota;

·      Principi e applicazioni del sequenziamento del gene 16S rRNA, del whole-genome sequencing, della metagenomica, pangenomica, metapangenomica e filogenomica;

·      Principi di genomica comparata;

·      Applicazioni della genomica e della metagenomica nei settori umano, animale, alimentare e clinico

Sono richieste conoscenze di base di microbiologia, con particolare riferimento alla struttura, fisiologia, genetica e diversità dei microrganismi.

L’insegnamento prevede lezioni frontali, esercitazioni guidate, studio di casi e attività di gruppo.

Le esercitazioni saranno dedicate all’analisi di dataset genomici e metagenomici mediante l’utilizzo di software e pipeline bioinformatiche. Le attività pratiche saranno finalizzate allo sviluppo delle capacità di interpretazione dei dati, problem solving e ragionamento critico.

Studentesse e studenti con disabilità, DSA, bisogni educativi speciali o condizioni di salute temporanee o permanenti possono rivolgersi ai servizi di inclusione dell’Ateneo per ricevere informazioni sulle misure di supporto disponibili.

La valutazione terrà conto di:

1.     conoscenza e comprensione dei concetti e delle metodologie della genomica microbica;

2.     capacità di collegare e integrare i diversi argomenti trattati durante il corso;

3.     conoscenza delle tecnologie di sequenziamento e degli approcci sperimentali illustrati a lezione;

4.     capacità di analizzare e interpretare dati genomici e metagenomici;

5.     capacità di sintesi e di discussione critica dei problemi scientifici;

6.     correttezza e appropriatezza del linguaggio scientifico utilizzato.

Non è previsto un testo unico obbligatorio.

Il materiale didattico predisposto dai docenti (slide delle lezioni, articoli scientifici, protocolli e letture di approfondimento) sarà reso disponibile tramite la piattaforma di e-learning dell’insegnamento.

L’insegnamento è diviso in due moduli:

A) Principi di Chimica Farmaceutica;

B) Principi di Tecnologia Farmaceutica.

I due moduli possono essere seguiti anche singolarmente, rispettivamente con i codici SCQ0093976 (Principi di Chimica Farmaceutica) e SCQ0093975 (Principi di Tecnologia Farmaceutica).

A) PRINCIPI DI CHIMICA FARMACEUTICA.

Conoscenza delle metodologie di sviluppo dei farmaci, dei meccanismi generali d'azione dei farmaci, dei tipi di legami e dei fattori coinvolti nell'interazione farmaco-bersaglio; delle relazioni tra struttura del farmaco e la sua attività.

B) PRINCIPI DI TECNOLOGIA FARMACEUTICA.

-Conoscenze di base e razionale dello sviluppo farmaceutico con riferimento a farmaci biotecnologici;

-capacità di analisi quantitativa farmacocinetica mirata allo sviluppo del prodotto farmaceutico;

-conoscenza dei processi di assorbimento dei farmaci;

-conoscenza delle vie di somministrazione per lo sviluppo del prodotto biofarmaceutico;

-capacità di analisi biofarmaceutica;

-conoscenza critica dei principiali processi e impianti nella produzione farmaceutica;

-conoscenza e criteri di selezione di eccipienti impiegati nella produzione di forme farmaceutiche

-capacità di progettazione di formulazioni non convenzionali

-conoscenza di fattori chiave nella progettazione e analisi critica di formulazioni per via parenterale con riferimento alla produzione.

-conoscenze necessarie alla progettazione di sistemi dispersi

-potenzialità e problemi nello sviluppo di prodotti per vie di somministrazione non convenzionali (polmonare, nasale, transdermico, oculare)

Modulo A. PRINCIPI DI CHIMICA FARMACEUTICA.

Progettazione e sviluppo di farmaci

Bersagli dell'azione dei farmaci

Interazioni farmaco-bersaglio

Relazioni tra struttura e azione dei farmaci

Basi molecolari dell'azione dei farmaci

Macromolecole come farmaci

Macromolecole come bersagli di farmaci

Esempi di alcune classi di farmaci: Antipertensivi, Ipolipidemizzanti, Ipoglicemizzanti, Farmaci attivi su coagulazione, Antiepatite, Antitumorali, Antipsicotici e antidepressivi

Modulo B:PRINCIPI DI TECNOLOGIA FARMACEUTICA

Dalla Tecnologia Farmaceutica al Drug Delivery. In-put e out-put.

Principi e obiettivi della preformulazione farmaceutica

Classificazione di prodotti farmaceutici: farmaci biotech, biosimilari e biobetter.

Fasi di sviluppo di un prodotto farmaceutico biotecnologico.

Farmacocinetica: analisi mediante sistemi compartimentali e non compartimentali. Parametri farmacocinetici ed elaborazioni matematiche. Generici. Biodisponibilità e bioequivalenza

Assorbimento dei farmaci: aspetti fisiologici e chimico-fisici dell’assorbimento passivo e attivo.

Disponibilità: rate limiting step. Solubilità e dissoluzione, considerazioni termodinamiche, Noyes-Withney, Diffusione,I e II legge di Fick.

Principi generali di set up di processi e scelta di eccipienti.

Aspetti di stabilità di formulazioni dei farmaci biotech

Sistemi dispersi: concetti generali. Sospensioni, emulsioni

Medicinali parenterali

Iniettabili e sterilità: principi di base, processi e tecnologie.

Per seguire l'insegnamento di Principi di Chimica e Tecnologia Farmaceutica con profitto è necessario possedere conoscenze di base di matematica, basi di chimica generale e inorganica con particolare riferimento alle leggi dell'equilibrio chimico, pH/pKa,reazioni chimiche, solubilità, conoscenza di semplici leggi di fisica e termodinamica, conoscenza delle strutture e proprietà chimico-fisiche delle funzioni molecolari organiche e delle comuni molecole di interesse farmaceutico, conoscenze di biochimica, conoscenze di base di anatomia e fisiologia necessarie per la comprensione delle vie di somministrazione e del profilo farmacocientico e distributivo dei farmacie della loro biodisponibilità.

Il corso di Principi di Chimica e Tecnologia Farmaceutica prevede ore di lezioni frontali con l'ausilio di proiezione di slide e di filmati.

Verifica dei concetti acquisiti tramite erogazione di quiz attraverso software interattivi.

Le lezioni potranno essere in presenza e/o a distanza secondo indicazioni di ateneo

Lezioni frontali vengono svolte anche in collaborazione di esperti del settore provenienti dall'industria o docenti di università straniere.

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione della preparazione dello studenti all'esame si basa sulla verifica dell'acquisita conoscenza degli argomenti svolti a lezione. Viene data particolare importanza alla capacità di correlare i vari argomenti della chimica e tecnologia farmaceutica trattati a lezione e le conoscenze di base.

• Titolo: FOYE's Principi di Chimica Farmaceutica, Autori: T. L. Lemke, D.A. Williams, Luogo: Padova, Anno: 2021, Editore: Piccin, Note: testo di consultazione.
• Titolo: Chimica Farmaceutica, Autori: G.L. Patrick, Luogo: Napoli, Anno: 2015, Editore: Edises, Note: testo di consultazione.
• Titolo: Physical pharmacy: physical chemical principles in the pharmaceutical sciences, Autori: A Martin,, Luogo: --, Anno: 0, Editore: --, Note: --.
• Titolo: Principi di Tecnologie Farmaceutiche, Autori: P. Colombo, Luogo: --, Anno: 0, Editore: CEA, Note: --.

La/o studentessa/e apprenderà le basi della genomica vegetale con particolare riferimento ai genomi delle piante coltivate per l'alimentazione e agli effetti della domesticazione e della selezione umana sul loro genoma. Inoltre, acquisirà i principi dell'epigenomica e del suo ruolo nella stabilità del genoma, nella regolazione della trascrizione e nei processi di adattamento all'ambiente e nella risposta agli stress biotici e abiotici. Lo studente maturerà abilità e competenze nelle procedure di valutazione della variabilità genetica, della sua creazione e utilizzazione per il miglioramento genetico vegetale

Gli studenti apprenderanno i fondamenti della proteomica, imparando a conoscere le principali tecniche per lo studio delle proteine e delle loro modificazioni. Saranno inoltre in grado di spiegare i principi teorici alla base delle metodologie più comuni, come la loro quantificazione, l’elettroforesi, le tecniche immunologiche e tecniche di analisi avanzate come cromatografia e spettrometria di massa. Attraverso lezioni teoriche ed esercitazioni pratiche di gruppo, gli studenti svilupperanno la capacità di progettare esperimenti, scegliere le tecniche più adatte a seconda del campione e dell’obiettivo sperimentale, analizzare e interpretare dati sperimentali e discutere criticamente i risultati. Particolare attenzione sarà data alla capacità di valutare le interferenze nei metodi di quantificazione, alla lettura di gel e curve standard, e all’uso integrato delle diverse tecnologie.

Per la parte di genomica il corso inizia con la descrizione dell' organizzazione e struttura del genoma delle piante coltivate (1CFU).

La regolazione della funzionalità del genoma comprendono lo studio dell'epigenomica, della genomica funzionale, della trascrittomica delle piante coltivate (2CFU).

La parte finale del corso analizza la variabilità genetica, mutagenesi e i principi di base del miglioramento genetico vegetale (1CFU).

Il programma di proteomica inizia con un’introduzione generale alla proteomica e ai suoi approcci sperimentali, per poi concentrarsi sullo studio delle modificazioni post-traduzionali e sulla preparazione dei campioni biologici. Seguono i moduli dedicati alla quantificazione proteica e alle tecniche di separazione elettroforetiche. Successivamente si tratterà l’uso di metodi immunologici come Western blot ed ELISA, con interpretazione di dati reali. Nelle fasi finali si affronteranno la cromatografia e la spettrometria di massa applicata alla proteomica.(2CFU)

Sono richieste le conoscenze di base della biologia molecolare, della genetica e dell'anatomia e biologia delle piante. Inoltre, sono richieste le conoscenze di base della biochimica, in particolare delle proteine, dell’elettromagnetismo (carica elettrica, campo magnetico, campo elettrico) e degli equilibri acido-base.

La didattica prevede lezioni frontali in aula e attività interattive con gli studenti.

Saranno organizzati lavori di gruppo su tematiche rilevanti per le biotecnologie.

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti. "

Al fine di superare l'esame si richiede allo studente oltre alla conoscenza degli argomenti trattati una buona conoscenza del linguaggio scientifico. Inoltre, lo studente dovrà acquisire una buona capacità di collegamento delle tematiche riguardanti la genomica, la trascrittomoca e la proteomica con particolare riferimento alle biotecnologie.

L’insegnamento è diviso in due moduli:

A) Principi di Chimica Farmaceutica;

B) Principi di Tecnologia Farmaceutica.

I due moduli possono essere seguiti anche singolarmente, rispettivamente con i codici SCQ0093976 (Principi di Chimica Farmaceutica) e SCQ0093975 (Principi di Tecnologia Farmaceutica).

A) PRINCIPI DI CHIMICA FARMACEUTICA.

Conoscenza delle metodologie di sviluppo dei farmaci, dei meccanismi generali d'azione dei farmaci, dei tipi di legami e dei fattori coinvolti nell'interazione farmaco-bersaglio; delle relazioni tra struttura del farmaco e la sua attività.

B) PRINCIPI DI TECNOLOGIA FARMACEUTICA.

-Conoscenze di base e razionale dello sviluppo farmaceutico con riferimento a farmaci biotecnologici;

-capacità di analisi quantitativa farmacocinetica mirata allo sviluppo del prodotto farmaceutico;

-conoscenza dei processi di assorbimento dei farmaci;

-conoscenza delle vie di somministrazione per lo sviluppo del prodotto biofarmaceutico;

-capacità di analisi biofarmaceutica;

-conoscenza critica dei principiali processi e impianti nella produzione farmaceutica;

-conoscenza e criteri di selezione di eccipienti impiegati nella produzione di forme farmaceutiche

-capacità di progettazione di formulazioni non convenzionali

-conoscenza di fattori chiave nella progettazione e analisi critica di formulazioni per via parenterale con riferimento alla produzione.

-conoscenze necessarie alla progettazione di sistemi dispersi

-potenzialità e problemi nello sviluppo di prodotti per vie di somministrazione non convenzionali (polmonare, nasale, transdermico, oculare)

Modulo A. PRINCIPI DI CHIMICA FARMACEUTICA.

Progettazione e sviluppo di farmaci

Bersagli dell'azione dei farmaci

Interazioni farmaco-bersaglio

Relazioni tra struttura e azione dei farmaci

Basi molecolari dell'azione dei farmaci

Macromolecole come farmaci

Macromolecole come bersagli di farmaci

Esempi di alcune classi di farmaci: Antipertensivi, Ipolipidemizzanti, Ipoglicemizzanti, Farmaci attivi su coagulazione, Antiepatite, Antitumorali, Antipsicotici e antidepressivi

Modulo B:PRINCIPI DI TECNOLOGIA FARMACEUTICA

Dalla Tecnologia Farmaceutica al Drug Delivery. In-put e out-put.

Principi e obiettivi della preformulazione farmaceutica

Classificazione di prodotti farmaceutici: farmaci biotech, biosimilari e biobetter.

Fasi di sviluppo di un prodotto farmaceutico biotecnologico.

Farmacocinetica: analisi mediante sistemi compartimentali e non compartimentali. Parametri farmacocinetici ed elaborazioni matematiche. Generici. Biodisponibilità e bioequivalenza

Assorbimento dei farmaci: aspetti fisiologici e chimico-fisici dell’assorbimento passivo e attivo.

Disponibilità: rate limiting step. Solubilità e dissoluzione, considerazioni termodinamiche, Noyes-Withney, Diffusione,I e II legge di Fick.

Principi generali di set up di processi e scelta di eccipienti.

Aspetti di stabilità di formulazioni dei farmaci biotech

Sistemi dispersi: concetti generali. Sospensioni, emulsioni

Medicinali parenterali

Iniettabili e sterilità: principi di base, processi e tecnologie.

Per seguire l'insegnamento di Principi di Chimica e Tecnologia Farmaceutica con profitto è necessario possedere conoscenze di base di matematica, basi di chimica generale e inorganica con particolare riferimento alle leggi dell'equilibrio chimico, pH/pKa,reazioni chimiche, solubilità, conoscenza di semplici leggi di fisica e termodinamica, conoscenza delle strutture e proprietà chimico-fisiche delle funzioni molecolari organiche e delle comuni molecole di interesse farmaceutico, conoscenze di biochimica, conoscenze di base di anatomia e fisiologia necessarie per la comprensione delle vie di somministrazione e del profilo farmacocientico e distributivo dei farmacie della loro biodisponibilità.

Il corso di Principi di Chimica e Tecnologia Farmaceutica prevede ore di lezioni frontali con l'ausilio di proiezione di slide e di filmati.

Verifica dei concetti acquisiti tramite erogazione di quiz attraverso software interattivi.

Le lezioni potranno essere in presenza e/o a distanza secondo indicazioni di ateneo

Lezioni frontali vengono svolte anche in collaborazione di esperti del settore provenienti dall'industria o docenti di università straniere.

Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione della preparazione dello studenti all'esame si basa sulla verifica dell'acquisita conoscenza degli argomenti svolti a lezione. Viene data particolare importanza alla capacità di correlare i vari argomenti della chimica e tecnologia farmaceutica trattati a lezione e le conoscenze di base.

• Titolo: FOYE's Principi di Chimica Farmaceutica, Autori: T. L. Lemke, D.A. Williams, Luogo: Padova, Anno: 2021, Editore: Piccin, Note: testo di consultazione.
• Titolo: Chimica Farmaceutica, Autori: G.L. Patrick, Luogo: Napoli, Anno: 2015, Editore: Edises, Note: testo di consultazione.
• Titolo: Physical pharmacy: physical chemical principles in the pharmaceutical sciences, Autori: A Martin,, Luogo: --, Anno: 0, Editore: --, Note: --.
• Titolo: Principi di Tecnologie Farmaceutiche, Autori: P. Colombo, Luogo: --, Anno: 0, Editore: CEA, Note: --.

Conoscenze dei contesti culturali in cui si è sviluppata e opera la biologia sintetica, gli attuali trend della disciplina, le sfide di questi ultimi anni. Capacità di comprendere i punti di forza e debolezza di alcune delle soluzioni di biologia sintetica finora sviluppate. Capacità di progettare semplici interventi di biologia sintetica con i corretti circuiti di regolazione.

1° e 2° cfu Principi di Biologia sintetica. Dopo una breve introduzione sulla storia della disciplina ed il richiamo di alcuni concetti (clonaggio, cinetica enzimatica, metodi di misura, …), verranno illustrati i concetti fondamentali del “rational design” ed i principali meccanismi molecolari impiegati nella progettazione di circuiti genetici per la biologia sintetica; ciò permetterà allo studente di poter analizzare con spirito critico i concetti ed i casi di studio applicativi che verranno presentati nel resto del programma. Verranno quindi analizzati i principali “network motifs” esistenti (feedback/feed-forward loops, toggle switch, digital logics, etc…), corredati da alcuni esempi notevoli da letteratura che verranno commentati in classe. Principles of Synthetic Biology 3° cfu Verranno discussi concetti introduttivi relativi all’organizzazione delle reti di interazione genica, sia di segnale che metaboliche: quali misure statistiche vengono utilizzate per attribuire una diversa importanza ai nodi della rete e per individuare gli elementi più importanti (detti hubs); come si possono rappresentare numericamente i flussi metabolici e come simularli in modo computazionale; come si impiegano metodi in silico di "rewiring" delle reti di interazione per massimizzare la sintesi di composti chimici. Le lezioni prevederanno parti teoriche per sviluppare i concetti, seguite da sperimentazioni pratiche mediante l’uso di strumenti informatici, incluso fondamenti di AI. 4° cfu L'attività didattica sarà incentrata sullo studio e la discussione di approcci di biologia sintetica per misurare e programmare artificialmente le interazioni cellula-cellula. Circa la metà del tempo sarà dedicata a lezioni frontali, mentre il resto del tempo sarà dedicato alla discussione guidata dagli studenti di articoli scientifici originali. 5° cfu Metabolismo primario delle piante: Biotecnologie per la cattura del carbonio mediante sistemi ispirati agli ecosistemi Biologia sintetica applicata a vie metaboliche che conservano carbonio (“Carbon Conservative”) ed a vie metaboliche per il riciclo di anidride carbonica. Esempi dalla bibliografia di Ron Milo, Arren Bar-Even e Tobias Erb 6° cfu Metabolismo secondario delle piante: Ingegnerizzazione e ottimizzazione della sintesi di composti naturali in cellule e piante. Utilizzo di geni strutturali per la sintesi e la modificazione di composti naturali. Utilizzo di fattori di trascrizione per controllare la sintesi di composti naturali.

Nessuno, anche se aver frequentato e superato con successo gli insegnamenti del II anno di “Biologia molecolare e ingegneria genetica” e “Biotecnologie microbiche” faciliterà i processi di comprensione.

Attività di lezione in aula, approfondimenti su materiali forniti dai docenti e recuperati in modo autonomo dagli studenti. Attività di “flipped classroom”. Attività di “Journal Club”. Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

Chiarezza della presentazione, proprietà di linguaggio, chiarezza e piacevolezza dei materiali (presentazione tipo powerpoint) utilizzati, rispetto dei tempi assegnati. Sarà inoltre valutata la capacità logica, le formalità e il ragionamento critico dimostrati per la stesura del progetto.

Materiale fornito dai docenti

PARTE 1 – MICROBIOLOGIA

1. Conoscenza e comprensione

Lo studente conoscerà le principali tecniche diagnostiche in ambito microbiologico, i fondamenti di biologia molecolare applicati alla diagnostica e le procedure di base per lo sviluppo di nuovi test diagnostici.

2. Capacità di applicare conoscenza e comprensione

Lo studente sarà in grado di applicare le conoscenze di biologia molecolare per comprendere lo sviluppo di tecniche diagnostiche innovative e valutarne le potenziali applicazioni in ambito clinico e di ricerca.

3. Autonomia di giudizio

Lo studente sarà in grado di discutere criticamente le criticità delle tecniche diagnostiche attualmente in uso e di valutare le nuove applicazioni in fase di sviluppo a livello di ricerca.

4. Abilità comunicative

Lo studente saprà esporre e discutere con linguaggio tecnico-scientifico appropriato le metodologie diagnostiche microbiologiche, sia consolidate che innovative.

5. Capacità di apprendimento

Lo studente avrà sviluppato gli strumenti necessari per seguire autonomamente l'evoluzione delle tecnologie diagnostiche in microbiologia.

PARTE 2 – IMMUNOLOGIA-ONCOLOGIA

1. Conoscenza e comprensione

Lo studente conoscerà le più avanzate tecnologie biologiche applicate alla medicina traslazionale, tra cui iPSC, organoidi derivati da paziente (PDOs), assemblomi immunitari, vettori biomimetici, il ruolo della matrice extracellulare decellularizzata e dei modelli 3D, nonché il processo di isolamento di insule pancreatiche e il funzionamento delle biobanche.

2. Capacità di applicare conoscenza e comprensione

Lo studente sarà in grado di analizzare il ruolo del microambiente cellulare e delle tecnologie biologiche avanzate nella fisiopatologia e nella terapia, e di comprendere i percorsi per la traslazione clinica delle innovazioni biologiche.

3. Autonomia di giudizio

Lo studente sarà in grado di valutare criticamente le tecnologie biologiche emergenti, le sfide legate alla traslazione clinica e l'utilizzo delle biobanche come infrastrutture per la ricerca e il supporto clinico.

4. Abilità comunicative

Lo studente saprà descrivere e discutere con appropriato linguaggio scientifico le tecnologie e i modelli biologici avanzati trattati nel corso, anche in contesti interdisciplinari.

5. Capacità di apprendimento

Lo studente avrà acquisito le basi concettuali e metodologiche per aggiornarsi autonomamente sui rapidi sviluppi della medicina traslazionale e delle biotecnologie applicate.

PARTE 1 MICROBIOLOGIA: 1. Metodologie di laboratorio per la diagnostica delle malattie infettive e loro limiti o Metodologie per la diagnosi diretta ed indiretta dei principali agenti patogeni o Esempi di algoritmi diagnostici (emocoltura, liquor coltura, urinocoltura) 2. Metodi per la determinazione della sensibilità agli antibiotici e valutazione delle farmacoresistenze 3. Nuove metodologie per la diagnosi delle malattie infettive (sistemi rapidi, nuovi approcci molecolari, miniaturizzati e ad high throughput). 4. L'attività di laboratorio prevede l'impiego e confronto di diverse metodiche di diagnostica, ad esempio il confronto della sensibilità analitica tra un metodo molecolare classico ed un metodo antigenico rapido. PARTE 2: IMMUNOLOGIA-ONCOLOGIA 1. Modelli cellulari avanzati e ingegneria tissutale o Matrice extracellulare decellularizzata: ruolo nella rigenerazione tissutale o Il microambiente cellulare: segnali biochimici e meccanici o Organoidi derivati da paziente (PDOs): definizione, generazione, applicazioni oncologiche e personalizzazione della terapia o Tecnologia iPSC (cellule staminali pluripotenti indotte): generazione, differenziamento, applicazioni cliniche 2. Modelli tridimensionali e sistemi complessi o Modelli "avatar" personalizzati: PDOs + immunocomponenti (assemblomi) o Integrazione del sistema immunitario nei modelli 3D o Modellizzazione di malattie e screening farmacologico avanzato 3. Sistemi di delivery innovativi o Vettori biomimetici: leucosomi, monosomi, vescicole extracellulari (EVs) o Targeting selettivo, rilascio controllato e minimizzazione degli effetti collaterali 4. Applicazioni cliniche e medicina rigenerativa o Isolamento e utilizzo clinico delle insule pancreatiche: protocolli, criteri di qualità e modelli sperimentali o Prospettive nella terapia del diabete di tipo 1 5. Biobanche e infrastrutture per la medicina personalizzata o Ruolo delle biobanche nella raccolta e conservazione di campioni biologici o Standard di qualità e aspetti etico-legali o Biobanche per PDOs, iPSC e tessuti rigenerativi 6. Trasferibilità nella pratica clinica o Dall’innovazione al letto del paziente: esempi di traslazione clinica o Validazione preclinica e studi clinici o Normative europee (EMA) e barriere alla commercializzazione o Partnership accademia-industria e strategie di implementazione

Per seguire questo corso sono richieste conoscenze di base di Microbiologia medica, Immunologia, Biologia cellulare e molecolare, genetica molecolare e fisiologia.

Durante il corso la lezione frontale sarà alternata a metodi di insegnamento alternativi, che hanno come scopo il coinvolgimento attivo degli studenti nel processo di apprendimento (active learning). Questo verrà ottenuto tramite continuo invito agli studenti alla riflessione su argomenti con domande di ripasso su argomenti precedentemente affrontati e utilizzando strumenti di e-learning, tramite cui gli studenti possono utilizzare lo smartphone per rispondere a quesiti e partecipare attivamente alla lezione. Inoltre sono previste attività di gruppo per favorire una peer education. Nelle lezioni ed attività formative di questo corso non è previsto l'impiego dell'intelligenza artificiale. Oltre a rivolgersi al/la docente del corso, studentesse e studenti con disabilità, DSA, BES e altre condizioni di salute, possono contattare l'Ufficio Servizi agli studenti - Settore Inclusione per ricevere maggiori informazioni sulle opportunità di fruizione della didattica con specifici supporti e strumenti.

La valutazione della preparazione dello studente si baserà sulla comprensione degli argomenti svolti, sull'acquisizione dei concetti e metodologie proposte e sulla capacità di applicarli in modo autonomo e consapevole. In particolare:

Criteri di valutazione

● correttezza delle soluzioni

● chiarezza e rigore espositivo

La valutazione:

● richiede almeno 18/30 in entrambe le parti (microbiologia e immunologia/oncologia)

● è calcolata come media aritmetica

Nessuno.